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4. PROPAGACION ARTIFICIAL DE LOS PECES

4.1 Necesidad de la propagación artificial

La intervención del hombre en el proceso de propagación natural de los peces cultivados y cultivables puede contribuir a conseguir una mejor supervivencia de las crías. Las técnicas de propagación artificial de los peces son múltiples, pero todas ellas tienen un objetivo común: producir en abundancia huevos, alevines y jaramugos para cultivo o para sembrar masas de agua. La demanda de semilla de peces de buena calidad es particularmente grande en la industria moderna de cultivo intensivo y superintensivo. Por otro lado, el empleo de sistemas de policultivo ha hecho aumentar la demanda de semilla de peces de hábitos alimentarios diversos.

La propagación artificial, pues, implica una intervención del hombre en el proceso de propagación natural y tiene la ventaja de que con ella se consiguen: a) mejores índices de fertilización y eclosión; b) mayor protección contra los enemigos y contra las condiciones ambientales desfavorables, y c) mejores condiciones para el crecimiento y la supervivencia.

4.2 Diferentes métodos de propagación artificial

Las formas de propagación artificial que se practican en las distintas partes del mundo varían según las condiciones locales y los medios disponibles. Se puede comenzar con la recogida y cría de huevos, larvas o alevines producidos naturalmente o con la producción de huevos por inducción artificial de la puesta (Figura 9), siguiendo luego con la fertilización bajo control, la incubación y la cría de larvas y alevines.

4.2.1 Recogida y cría de huevos fertilizados, larvas y alevines

La recogida de huevos flotantes, larvas y alevines de peces que desovan en ríos y zonas inundadas (por ejemplo, las principales carpas) tiene ya una larga historia en la India y la China. Se utilizan para ello gran número de redes en forma de embudo que se colocan a lo largo de las orillas de los ríos para cortar el camino de los huevos y larvas arrastrados por la corriente. Las redes se vigilan constantemente y las larvas o huevos que se acumulan en el copo se recogen periódicamente. Las semillas así obtenidas se echan en pequeños fosos de tierra, con flujo continuo de agua corriente o sin él, o en recintos hechos de paño (hapas) colocados en el mismo río, para conservarlas temporalmente y prepararlas para el transporte. Si los que se han recogido son huevos, se espera a que hagan eclosión en los fosos o hapas y luego se deja crecer a las larvas durante algunos días, para transportarlas después a los estanques de alevinaje. De igual forma, los alevines recogidos en los ríos con redes alevineras especiales se transportan a los estanques de alevinaje para que sigan creciendo en ellos. Los jaramugos que así se obtienen se utilizan para sembrar los estanques piscícolas.

Con este procedimiento, la intervención artificial consiste en: 1) recoger huevos, larvas y alevines; 2) protegerlos contra sus enemigos naturales y contra los factores ambientales desfavorables; 3) criar las larvas hasta obtener jaramugos, y 4) distribuir estos para su siembra en diferentes masas de agua.

Este sistema de recogida de semilla de peces fluviales puede adoptarse fácilmente en otras partes del mundo donde existen en cantidad suficiente peces útiles que desovan en los ríos, pero tiene varios inconvenientes. En primer lugar, la semilla recogida no suele ser pura, sino una mezcla de varias especies, algunas de las cuales pueden ser depredadoras o indeseables, y no es fácil separar las diversas especies, sobre todo en las fases iniciales. De todas formas, tanto en la India como en la China se han ideado algunas técnicas para separar la semilla deseable de la indeseable, pero sólo son válidas hasta cierto punto y, además, hay que esperar hasta que las larvas pasen a alevines y presenten características que permitan una clara identificación. En segundo lugar, para la recogida de semilla con este sistema se requiere mucha mano de obra y hacen falta cuidados especiales para la manipulación y el transporte. Otro inconveniente es que no se conocen los progenitores y apenas es posible mejorar la población.

Muchos autores no consideran este sistema como una forma de propagación artificial, aunque es obvio que hay una intervención artificial y útil en el ciclo vital de los peces.

4.2.2 Obtención de huevos fertilizados

Es posible conseguir huevos fertilizados de una especie totalmente libres, o casi, de huevos de otros peces. Los huevos así obtenidos se incuban bajo control y las larvas que nacen pueden criarse hasta la fase de jaramugos, teniendo presente las necesidades de la especie en cuestión. El objetivo es conseguir, hasta el máximo de lo posible, un buen índice de supervivencia y pececillos que crezcan bien y estén sanos. Los huevos fertilizados pueden conseguirse de distintas maneras.

4.2.2.1 Obtención de huevos fertilizados sin tratamiento de hormonas. Para conseguir huevos fertilizados sin recurrir al tratamiento con hormonas, pueden emplearse los métodos siguientes:

  1. recoger huevos de peces que desovan en nidos colocando nidos artificiales en sus frezaderos naturales (por ejemplo, lucioperca);

  2. imitar las condiciones naturales de desove en estanques artificiales, preparando nidos o esterillas de hierba que sirvan de colectores e induzcan a los reproductores al desove (por ejemplo: siluro, lucioperca, brema, carpa común, gurami gigante, etc.);

  3. hacer agujeros artificiales en las paredes de los terraplenes, para que desoven los peces (por ejemplo, magur);

  4. colocar “refugios” o “receptáculos” para el desove, como tambores o bidones (por ejemplo, bagre de canal), y

  5. recoger en los frezaderos naturales, durante la temporada de desove, masas de huevos, “cintas de huevos” o huevos puestos en nidos de espuma (por ejemplo, perca europea, guabina, curito, etc.).

4.2.2.2 Obtención de huevos fertilizados induciendo la puesta con un tratamiento de hormonas. Ello puede conseguirse con una de las dos técnicas siguientes:

  1. induciendo el desove en tanques pequeños mediante administración de gonadotrofina coriónica humana, como puede verse en la Figura 10 (por ejemplo, bagre de canal, carpas chinas, mújol, etc.);

  2. induciendo el desove en tanques pequeños o en hapas (cajas rectangulares hechas con paño de red de malla fina) instalados en estanques, mediante administración de hormonas pituitarias de peces (por ejemplo, principales carpas indias).

Las técnicas mencionadas son sencillas y poco costosas, no requieren instalaciones ni instrumentos complicados y no conllevan las dificultades y riesgos que se encuentran en la fertilización artificial. Por ello, son muy utilizadas para la propagación artificial de los peces.

4.2.3 Fertilización artificial y cría de las larvas nacidas

En la fertilización artificial, el piscicultor manipula los reproductores y, por tanto, está en condiciones de eliminar los peces que no le convienen y de escoger los que le interesan para mejorar la población. Además, esta técnica le permite producir híbridos que combinen las cualidades mejores de diferentes cepas de peces de una misma especie o de especies diferentes.

Los productos sexuales maduros que son necesarios para la fertilización artificial pueden obtenerse por uno de los dos métodos siguientes:

  1. se capturan los peces en sus frezaderos naturales durante la puesta natural y se procede a hacer salir artificialmente los productos sexuales (huevos y esperma) (Figura 9); este método puede aplicarse a los coregónidos, el lucio y la carpa común;

  2. se administra a los reproductores elegidos gonadotrofina humana o extracto de pituitaria de peces y, cuando están plenamente maduros, se hacen salir artificialmente los productos sexuales (Figura 9d); este método se utiliza de ordinario para las carpas chinas en la India.

Los huevos fertilizados conseguidos por fertilización artificial se incuban y crían bajo control hasta obtener jaramugos, asegurando así un elevado índice de supervivencia y un buen crecimiento.

A) Recogida de huevos fertilizados y larvas en un río
Figura 9
B) Desove artificial de peces maduros recogidos en su ambiente natural
Figura 9
C) Desove inducido por hipofisación
Figura 9
D) Desove artificial tras hipofisación inicial
Figura 9

Figura 9 Técnicas empleadas para obtener huevos fertilizados y larvas para incubación y cría bajo control

Figura 10

Figura 10 Inducción de la ovulación

4.3 Tecnología para la propagación artificial

4.3.1 Etapas necesarias en la propagación artificial

La propagación artificial de los peces supone una serie de actividades que son semejantes en varios aspectos para las diversas especies pero difieren en otros. Las principales actividades que han de realizarse en el proceso de propagación artificial de peces son las siguientes:

  1. captura de reproductores en sus frezaderos naturales,

  2. selección de reproductores de poblaciones naturales para el desove natural o para tratarlos con hormonas,

  3. cría de los reproductores,

  4. inducción del desove natural con tratamiento de hormonas o sin tratamiento,

  5. obtención artificial de productos sexuales maduros con tratamiento de hormonas o sin tratamiento,

  6. fertilización artificial,

  7. incubación y eclosión, y

  8. cría de larvas, alevines y jaramugos.

Como ya se ha indicado, no todas las actividades indicadas son necesarias para la propagación de todas las especies de peces; depende de la fase en que comience la intervención artificial y de las necesidades concretas de la especie en cuestión.

La técnica que ha de aplicarse para la propagación de una especie determinada depende de:

  1. los hábitos de desove de esa especie,

  2. las condiciones localmente existentes o posibles,

  3. las instalaciones, equipo e instrumentos de que se dispone, y

  4. el número y competencia del personal disponible para los trabajos de propagación.

El estudio de los métodos de propagación artificial utilizados en distintas partes del mundo muestra que incluso para una misma especie no existe una tecnología firmemente establecida. La mayoría de las veces, los piscicultores adoptan las técnicas que les resulta más fácil aplicar, siempre que den buenos resultados. Sin embargo, no siempre los distintos métodos son igualmente satisfactorios.

En las secciones siguientes se describen brevemente las diversas actividades que pueden ser necesarias llevar a cabo a lo largo del proceso de propagación artificial.

4.3.2 Reproductores

Requisito esencial para la propagación artificial o semiartificial, de cualquier tipo que sea, es disponer de peces sanos y sexualmente maduros. Dichos peces pueden obtenerse en su hábitat natural inmediatamente antes de la temporada de desove, en sus frezaderos habituales o criándolos en granjas piscícolas.

4.3.2.1 Captura de peces en sus frezaderos naturales. Los peces que se reúnen en frezaderos poco profundos, fácilmente detectables, o que emigran en masa hacia ellos, son fáciles de capturar. También es fácil capturarlos mientras desovan en grupos o en aguas poco profundas. Lo que con su captura se pretende es conseguir productos sexuales maduros para incubarlos y criar las larvas que nazcan en un ambiente controlado. Para ello se construyen generalmente piscifactorías especializadas (coregónidos, carpa común, lucio, etc.). Es ésta una técnica ya tradicional, sobre todo en Europa, para obtener pececillos para repoblación. Con este método se propagan los coregónidos, el lucio, la carpa común y la brema.

Para capturar los reproductores se utilizan trampas y biturones, en el caso del lucio, redes de enmalle para los coregónidos, redes sencillas de cerco para la carpa común y la brema, y esparaveles y atarrayas para la carpa común y el lucio.

Los peces capturados de esta manera pueden desovarse fácilmente a mano, porque están ya maduros y en ovulación. Es posible que algunos de ellos no estén aún totalmente maduros, en cuyo caso han de conservarse en cautividad por un par de horas hasta que empiece la ovulación. Durante el proceso de reproducción es preciso tratar a los reproductores con cuidado. Con este método no hace falta enviar y mantener en estanques un grupo de reproductores.

4.3.2.2 Captura de reproductores en su hábitat natural. En vez de capturar a los reproductores en sus frezaderos naturales, se pueden capturar peces adultos durante la época de puesta o mientras emigran hacia los frezaderos. Se obtendrá así buen número de reproductores maduros, pero hay que tener cuidado, porque los peces grávidos pueden lesionarse fácilmente durante la captura y el transporte. Por otro lado, los peces habituados a vivir en libertad no se acostumbran fácilmente a la cautividad. Se ponen nerviosos, saltan violentamente y a veces no comen. En general, su manipulación resulta mucho más difícil que la de los peces domésticos. Resulta además difícil conseguir suficientes reproductores de la talla y la edad necesarias.

Para la manipulación y el transporte de los peces habituados a vivir en libertad hay que utilizar calmantes, especialmente si son grandes, porque las eventuales lesiones pueden poner en peligro toda la operación de reproducción. Otro inconveniente es la elevada probabilidad de introducir parásitos en la piscifactoría. Sin embargo, este método tiene también una clara ventaja y es que el piscicultor no necesita ir creando penosamente un grupo de reproductores ni mantenerlo. De todas formas, la mayor parte de las piscifactorías comerciales tienen un grupo propio de reproductores.

4.3.2.3 Cría de reproductores en granjas piscícolas. A pesar de las numerosas dificultades que conlleva, este método está muy difundido en todo el mundo, porque permite criar y seleccionar reproductores sanos e ir mejorando la población. Sin embargo, es esencial mantener condiciones ambientales adecuadas y dar a los peces alimentos suficientes.

Por fortuna, casi todos los peces cultivables alcanzan la madurez sexual plena, o al menos la maduración gonadal hasta la “fase de reposo”, en aguas estancadas. Los desovadores fluviales y los peces que desovan en zonas inundadas representan casos difíciles a este respecto, pero se ha conseguido la reproducción de la mayor parte de ellos utilizando técnicas de propagación artificial (por ejemplo, principales carpas chinas e indias y desovadores fluviales de las cuencas del Orinoco y del Amazonas).

En los estanques de reproductores, la temperatura, luz, contenido de oxígeno, densidad de siembra, tranquilidad, dimensiones y profundidad deben responder, en general, a las necesidades naturales de la especie que se quiera propagar. Por ello, para criar con éxito peces reproductores es esencial conocer a fondo todos esos factores (Figura 11).

Temperatura. Aunque los peces pueden tolerar temperaturas extremas, es conveniente criar los reproductores en estanques donde no se produzcan grandes fluctuaciones de temperatura. Como han mostrado las investigaciones hechas, el desarrollo normal de las gónadas requiere una determinada suma de temperatura, que se expresa en días-grados. En la faja templada, el desarrollo gonadal de los peces, como la carpa común, las carpas chinas, el bagre, la tenca, etc., puede acelerarse calentando el agua en que viven los reproductores. De esa manera puede adelantarse la puesta un mes. Durante el mes de marzo, cuando la temperatura atmosférica es de sólo 4°–8°C, se puede conseguir la ovulación de la carpa común mediante hipofisación calentando previamente el agua en que vive durante dos semanas. Manteniendo a los reproductores de carpa común a 25°C, puede conseguirse la propagación tres veces al año. Por otro lado, el desarrollo de las gónadas puede retrasarse considerablemente sometiendo los peces a bajas temperaturas. La temperatura, pues, ofrece al piscicultor un instrumento fácil de manejar para adelantar o retrasar la reproducción de los peces (Figura 12).

Luz. La necesidad de iluminación varía según las diferentes especies. En los salmónidos, el desarrollo de las gónadas está en relación con los fotoperíodos, mientras el desarrollo gonadal de los peces de aguas templadas resulta afectado negativamente cuando las condiciones de luminosidad se apartan de lo normal. Muchos peces, en particular el bagre, dan muestras de irritación en ambiente iluminados. Varias especies, en especial las que desovan en los ríos, prefieren las aguas turbias. Un ambiente iluminado y transparente las irrita y actúa negativamente sobre su desarrollo gonadal. También los reproductores a los que se han administrado hormonas evitan la luz clara y buscan lugares donde esconderse.

Oxígeno. Las frecuentes fluctuaciones del contenido de oxígeno y el bajo nivel de éste en el agua del estanque tienden a inhibir el desarrollo de las gónadas. Para asegurar un desarrollo gonadal óptimo, el agua del estanque de reproductores debe mantener un nivel óptimo de oxígeno durante todo el período de cría. Es importante, pues, el abastecimiento de agua limpia y bien oxigenada.

Densidad de población. Aunque la mayoría de los peces cultivados pueden resistir en un estanque apiñado, los efectos del apiñamiento en el desarrollo gonadal son con frecuencia deletéreos. La experiencia ha mostrado que se pueden criar 20–50 reproductores maduros (con un peso total de 150–250 kg) en una superficie de 0,1 ha (1 000 m2). El número de reproductores puede aumentarse si en el estanque conviven especies con hábitos alimentarios distintos, como sucede en los estanques de policultivo de la China y la India. En el Cuadro 2 se dan algunos ejemplos de las posibles combinaciones de reproductores de carpas chinas.

En general no es aconsejable mantener juntos peces destinados a la reproducción y peces destinados al mercado, especialmente si a estos últimos no se les administra una dieta equilibrada. Si es posible, en cambio, criar peces jóvenes destinados a reproducción en el futuro junto con reproductores maduros, siempre que el número de los primeros sea limitado.

Tranquilidad. Es opinión común que las molestias frecuentes interfieren con el desarrollo normal de las gónadas. Sin embargo, el sistema chino de capturar a los peces con redes una o dos veces antes del tratamiento hormonal y mantenerlos apiñados (bloqueados con redes en un ángulo del estanque o suspendidos en redes de copo) sirve para acostumbrar a los reproductores a la manipulación y al transporte, reduce la mortalidad después del desove y aumenta el índice de ovulación.

Dimensiones y profundidad del estanque. El estanque para la cría de reproductores de gran talla (2–10 kg o más) debe tener unos 2 000–4 000 m2. Los peces de menor talla pueden criarse en estanques menores. La profundidad de los estanques de reproductores suele variar entre 1 y 2 m.

Alimentos. Es importantísimo que los reproductores dispongan de alimentos adecuados en cantidad suficiente. Si se deja a los peces con hambre, sufre la vitelogénesis del huevo. Si los alimentos son deficitarios en algunos nutrientes esenciales, en particular aminoácidos, vitaminas y minerales, sufre el desarrollo del huevo y puede incluso no producirse la ovulación. Los reproductores criados con abundantes alimentos naturales o con piensos artificiales ricos en proteínas dan resultados satisfactorios. Es mejor criar un pequeño número de reproductores con una dieta cualitativa y cuantitativamente adecuada (o con alimentos naturales) que mantener una población grande de reproductores medio muertos de hambre. La alimentación natural de los peces difiere de una especie a otra. Es importante, pues, conocer los hábitos alimentarios de los peces que se cultivan.

Cuadro 2
Combinaciones de reproductores de carpas chinas en régimen de policultivo

Especie Núm. de peces por haPeso medio de cada pez, kg
1. Carpa herbívora como especie principal:
Carpa herbívora150–200 8–12
Carpa plateada60–902    
Carpa de cieno600–1 0000,02–0,05
2. Carpa de cabeza grande como especie principal:
Carpa de cabeza grande80–100 7–12
Carpa herbívora100–1205    
Carpa plateada30–502    
Carpa común300–500 0,25
3. Carpa plateada como especie principal:
Carpa plateada150–2503–6
Carpa herbívora100–1302    
Carpa de cieno500–6000,02–0,05
4. Carpa de cieno como especie principal:
Carpa de cieno1 600–2 300 0,8–1,5
Carpa de cabeza grande30–505–6
Carpa plateada  60–1002–3

4.3.2.4 Edad y peso de los reproductores. Para la propagación artificial se emplean generalmente peces que ponen por primera vez (“vírgenes”). Los peces de mayor talla producen más huevos, pero la manipulación de “gigantes” de más de 10–15 kg es difícil y fatigosa. En el caso de la carpa común, las carpas indias y las carpas chinas, la talla más adecuada para los reproductores es de 3–5 kg. El empleo de ejemplares mayores sólo es oportuno cuando los peces desovan naturalmente y no es preciso proceder al desove artificial a mano. Los peces muy grandes son además menos aptos para el tratamiento hormonal, porque necesitan grandes dosis de hormonas y son difíciles de manipular.

La fecundidad de los peces de talla media (2–6 kg) es generalmente mayor que la de los peces gigantes. Los reproductores de 0,5–2 kg son fáciles de manipular y de desovar a mano.

Antes de soltar a los reproductores en estanques especiales de desove para que pongan espontáneamente, o antes de prepararlos para el desove inducido, el piscicultor debe asegurarse de que los peces estén “listos para el desove”. Si las gónadas no se han desarrollado hasta la fase de reposo, no responderán a ninguna técnica de propagación. Por ello, para el buen éxito de la propagación artificial es muy importante una buena selección de los reproductores.

4.3.2.5 Selección de reproductores para el desove espontáneo o para el tratamiento con hormonas. Los síntomas que revelan que los peces están listos para desovar (o para eyacular) son similares en las diversas especies y pueden resumirse como sigue (Figura 13).

Hembras

  1. El abdomen aparece hinchado y blando y el abultamiento se extiende hasta más abajo de la pelvis, llegando al orificio genital.

  2. El orificio genital está hinchado, sobresale, y es de color rojizo o rosado; el borde aparece desigual o quebrado.

  3. El ano puede aparecer también hinchado y de color rojizo.

  4. En algunos peces del río Orinoco que viven en la columna de agua, el abdomen adquiere una coloración roja.

  5. Algunos peces adquieren colores nupciales antes de la ovulación.

Machos

  1. El macho suelta algunas gotas espesas de semen si se oprime ligeramente el abdomen.

  2. En algunos machos (principales carpas chinas e indias), la superficie dorsal de la aleta pectoral se vuelve áspera.

  3. Algunos machos de las cuencas del Orinoco y el Amazonas emiten un sonido al sacarlos del agua (coporo, curimata, curbinata).

Muchos peces, como la tenca, presentan un marcado dimorfismo sexual. En algunas especies (carpa herbívora, bagre de canal, etc.) el examen de las hembras debe hacerse antes de darles de comer, para estar seguros de que el abultamiento de la cavidad abdominal se deba al tamaño de las gónadas y no a los alimentos ingeridos.

Algunos de los síntomas indicados pueden estar ausentes en determinados peces, mientras otros pueden presentar síntomas distintos. En el caso del cochama (Colossoma oculus), el vientre de la hembra se hincha y ablanda sólo poco antes de la puesta. Esa rigidez del vientre es una especie de adaptación debida a la convivencia de este pez con la agresiva piraña (Caribe).

Si en un estanque o tanque hay peces de ambos sexos, las hembras se preparan para desovar, tan pronto como los machos indican que están listos para la eyaculación. Como los peces que desovan en ríos no ponen en aguas estancadas, no es necesario tener separados los dos sexos. En cambio, la segregación de los sexos es imprescindible con los peces que desovan en estanques, para evitar la puesta incontrolada en el estanque de almacenamiento (por ejemplo, carpa común) o combates innecesarios entre los machos (por ejemplo, bagres).

Para asegurar el éxito de las operaciones posteriores, es importante que el piscicultor observe las modificaciones anatómicas y de comportamiento de los reproductores mientras se preparan para el desove.

4.3.3 Inducción de la ovulación y/o el desove

En sus frezaderos naturales, los reproductores maduros y listos para el desove pueden emitir productos sexuales maduros en breve tiempo cuando las condiciones ambientales son adecuadas. En otros ambientes, es necesario inducir el proceso de reproducción.

Fundamentalmente, las maneras de inducir artificialmente la ovulación (maduración final de los huevos) y el desove (suelta de los huevos en presencia del macho) son dos:

  1. Simular los factores ambientales adecuados, para activar las hormonas mismas del pez, que regularán y dirigirán el proceso final de maduración de las gónadas.

  2. Administrar hormonas gonadotróficas para determinar la maduración final de las gónadas.

A veces se emplea una combinación de ambos métodos, como en la técnica china de propagación artificial.

4.3.3.1 Inducción del desove sin tratamiento hormonal. El desove de algunos peces que ponen en estanques puede estimularse facilitándoles:

  1. nidos
  2. superficies artificiales para el desove (kakabans),
  3. receptáculos para el desove, o
  4. condiciones que simulen el ambiente natural en que se produce la puesta.

Para obtener resultados aún mejores pueden combinarse entre sí algunos de estos métodos.

Inducción del desove facilitando nidos. Este método se utiliza comúnmente para los peces que ponen en nidos, como el lucioperca, el siluro, etc. (Figuras 14 y 15).

Como nido para el lucioperca se utilizan haces aplastados de raíces secas y tupidas de sauce, gramíneas, etc., o materiales análogos montados sobre un armazón. Hoy día se utilizan también trozos viejos de red sintética tendidos entre dos soportes y “hierba artificial” colocado sobre un armazón. Estos nidos se colocan en los frezaderos naturales poco antes de la época de puesta y se controlan cada 2–3 días para ver si hay ya huevecillos. Los nidos con huevos se recogen y se trasladan a la zona de incubación.

En la piscifactoría, los nidos montados sobre un armazón (50 cm × 50 cm) se colocan en un estanque de almacenamiento de fondo duro (500–2 000 m2 de superficie), a razón de un nido por cada 8–10 m2. Luego, cuando la temperatura del agua es de unos 10°C, se echan al estanque el número necesario de machos y hembras de lucioperca, según el número de nidos. Los nidos se controlan cada 2–3 días y los que tienen masas de huevos se sacan para proceder a la incubación bajo control. Estos huevos, que tienen doble membrana o cubierta, pueden transportarse fácilmente en cajas o cestas, sin más precaución que mantenerlos húmedos constantemente.

Para el siluro se preparan nidos en forma de tienda india hechos con raíces secas y tupidas de sauce o ramas de tuya o pino. Luego se colocan 3 o 4 de esos nidos en un estanque (1 000–2 000 m2 de superficie) y se echa el número necesario de parejas de reproductores. La puesta puede apreciarse fácilmente por los movimientos enérgicos de los reproductores. Los nidos con huevos se sacan del estanque, para incubarlos bajo control.

Con algunos guramis (por ejemplo, gurami gigante), el mero hecho de facilitarles materiales para el nido puede activar la construcción de éste y, más tarde, la puesta.

Inducción de la puesta facilitando superficies artificiales de desove (kakabans). Los kakabans son artefactos semejantes a felpudos, de algunos metros cuadrados de superficie que se preparan colocando sobre un armazón hierbas secas, ramas de pino u otros materiales semejantes. Luego se fijan al fondo del estanque con estacas o se colocan unos 20–30 cm por debajo de la superficie del agua (Figura 16). La carpa común de zonas subtropicales y tropicales se sirve sin dificultad de los kakabans para el desove, esparciendo los huevos sobre su superficie. De hecho, no pone en estanques de fondo cenagoso a menos que se instalen esos artefactos. Una vez que se ha verificado la puesta, se sacan del estanque los kakabans cubiertos de huevos y se trasladan a los estanques de incubación, donde se produce la eclosión y las larvas crecen sin riesgo de ser infectadas por los parásitos que albergan sus progenitores.

Esta técnica de desove puede aplicarse fácilmente incluso con instalaciones muy primitivas. Para transportar los kakabans después de la puesta, pueden cubrirse los huevos con paños o hierbas húmedas. La misma técnica puede emplearse para otras especies con hábitos de desove análogos a los de la carpa común.

Inducción del desove facilitando receptáculos. Algunos peces, como el bagre de canal, necesitan disponer de un lugar para esconderse durante el desove y para vigilar y airear en él los huevos después de la puesta. Para ello se les facilitan de ordinario lecheras o bidones de petróleo de 45 1, que se colocan en el estanque o en una parte separada del mismo. Los peces maduros se esconden en esos receptáculos para desovar y el piscicultor recoge luego los huevos para incubarlos bajo control. También la puesta de otros bagres que desovan en estanques puede estimularse facilitándoles receptáculos para el desove (Figura 17).

Para estimular el desove de otros peces, como Plecostomus plecostomus de Venezuela y Clarias batrachus del Lejano Oriente, se utilizan a veces tubos de arcilla, plástico o cemento de gran diámetro (20–25 cm).

Todos estos sistemas se basan en el empleo de nidos o receptáculos como estímulo para inducir el desove. Requisito esencial es que haya llegado la época natural de puesta y que los machos estén en celo y las hembras grávidas. Conviene siempre introducir en el estanque uno o dos machos menos que hembras, porque, como es bien sabido, los machos tienden a combatir entre sí cuando su número es superior al de las hembras.

Inducción del desove simulando las condiciones ambientales en que se produce naturalmente la puesta. El método empleado para la propagación controlada de la carpa común se basa en esta técnica, conocida también como método de Dubisch. Los estanques empleados para ese fin se llaman “estanques Dubisch” (Figura 18).

Las condiciones naturales que son decisivas para determinar el desove de la carpa común son las siguientes:

  1. agua a temperatura adecuada (18°–22°C),
  2. zona de desove cubierta de hierba,
  3. agua saturada de oxígeno disuelto,
  4. lento aumento del nivel del agua,
  5. presencia del otro sexo, y
  6. ausencia de otros peces, en particular carnívoros.

Es fácil preparar estanques que reúnan las características indicadas y tengan una superficie de 100–1 000 m2. A falta de ellos, puede utilizarse un arrozal. En todo caso, es esencial disponer con continuidad de agua limpia, que ha de filtrarse previamente.

Para construir un estanque de ese tipo se procede de la manera siguiente. Se excava junto a la pared principal del estanque una fosa de 2–3 m de anchura y 0,6–0,8 m de profundidad para que sirva de refugio a los reproductores. En un extremo de esa zanja o fosa se coloca una estructura de desagüe. El resto del estanque ha de confluir en suave pendiente hacia la fosa y ha de estar cubierto de hierba corta. Cuando el estanque esté totalmente inundado, la zona herbosa habrá de quedar cubierta por 30–50 cm de agua (Figura 18).

Cuando la temperatura del agua y las condiciones meteorológicas son adecuadas, se introducen en la fosa, tras llenarla de agua, uno o dos grupos de desovadores, compuesto cada uno por 2 hembras y 3 machos. Se dejan allí algunos días, manteniendo durante ese tiempo una corriente suave y continua de agua, cosa que se consigue regulando la estructura de desagüe. Se cierra luego el desagüe y se hace entrar en el estanque más agua filtrada, para que suba ligeramente el nivel. El agua va inundando progresivamente la zona herbosa, hasta entonces descubierta. Esta operación estimula el desove. Al día siguiente de la puesta se sacan con cuidado del estanque los reproductores, ya vacíos, para impedir casos de canibalismo y evitar que los parásitos de los progenitores pasen a su descendencia.

Esta técnica se ha empleado también con éxito para la propagación de otros peces, como lucio, tenca, carpín, Ictiobus spp., Puntius spp., etc., y no debería haber dificultades para inducir con este método la puesta de cualquier otro pez que desove en estanques y se desee cultivar.

4.3.3.2 Inducción de la ovulación y el desove. La inducción de la ovulación y el desove por hipofisación es una especie de “atajo” en el proceso natural. En la naturaleza, la ovulación del pez está regulada y determinada por las hormonas gonadotróficas que su glándula pituitaria produce y almacena. Cuando todas las condiciones ambientales son favorables, la hormona almacenada se libera y pasa a la sangre. Con la técnica de hipofisación, se inyectan en los peces, para determinar la ovulación final, hormonas gonadotróficas extraídas de la pituitaria de otros peces (donantes).

Consideraciones generales. La hipofisación es hoy la técnica más utilizada para conseguir la propagación artificial de los peces. Se emplea no sólo en experimentos de propagación sino también para la producción comercial de millones de pececillos.

Al igual que otras técnicas, también ésta tiene sus límites. Algunos de los peces más sensibles, como el lucioperca, no toleran el tratamiento, mientras en otros la ovulación se produce sólo irregularmente. Por otro lado, los reproductores cuyos ovarios no han llegado aún a la fase adecuada de madurez no responden a la hipofisación. Una norma fundamental que es preciso tener presente es que la hipofisación sólo resultará eficaz cuando los huevos que se encuentran en el ovario hayan llegado a la fase de reposo, una vez terminada la vitelogénesis. En esas condiciones, los huevos están ya materialmente listos para que la gonadotrofina active su ulterior desarrollo.

Para la hipofisación se utilizan glándulas pituitarias de peces donantes, recién extraídas o conservadas. Para conseguir el desove, es preciso que esas glándulas tengan almacenada una cantidad suficiente de hormonas gonadotróficas.

La glándula pituitaria (hipófisis) actúa de intermediaria entre el cerebro y las gónadas. Sus células producen y almacenan gonadotrofina y la liberan sólo cuando la glándula recibe la orden correspondiente. El contenido en gonadotrofina de la glándula pituitaria varía según las estaciones y durante las distintas fases del ciclo vital del pez. Los peces inmaduros tienen en su pituitaria poca gonadotrofina, mientras después de la puesta la pituitaria de los reproductores queda totalmente vacía de gonadotrofina. El contenido de gonadotrofina alcanza el nivel más elevado en los peces maduros cuyas gónadas han llegado o están a punto de llegar a la fase de reposo y se mantiene alto durante dicha fase. Como es también la gonadotrofina la que estimula las migraciones para el desove, la pituitaria de los peces durante esas migraciones tiene menor contenido de gonadotrofina. En vista de esas diferencias, es importante saber escoger el momento adecuado para extraer las glándulas pituitarias.

Dosificación. En la ovulación natural, el pez puede regular con exactitud la dosis de su propia hormona que necesita. En la hipofisación artificial, cuando se inyectan hormonas de otra procedencia, los desperdicios son de ordinario considerables. Ello se debe principalmente a la dificultad de establecer la dosis exacta, con el resultado de que en general se inyecta a los reproductores mayor cantidad de hormonas de la que necesitan.

La ovulación es un proceso complicado que requiere varias horas y cuya duración exacta depende de la temperatura. Es posible dividir la ovulación en dos fases: preovulación y ovulación propiamente dicha. Durante la fase de preovulación se completa el desplazamiento del núcleo y el huevo absorbe gran cantidad de fluido (hidratación), alcanzando un tamaño casi igual al que tendrá en el momento de la ovulación. Si la hipofisación no da resultado, los huevos interrumpen su desarrollo en esa fase y el pez puede morir por necrosis de los huevos, que puede provocar un envenenamiento interno.

La dosis de hormona necesaria puede variar notablemente de un pez a otro dentro de una misma especie y según la técnica que se emplee. La dosis efectiva depende del grado de “preparación” de la hembra, y de su edad, talla, sensibilidad, etc. En regiones tropicales y subtropicales, donde el metabolismo de los peces es sensiblemente mayor (debido a las más altas temperaturas) y donde la probabilidad de desperdicio de hormonas es, por tanto, mayor que en las regiones templadas, se administran de ordinario dos o más dosis. Generalmente las dosis son dos: una introductiva o preparatoria y otra decisiva o final.

Cuando los reproductores han estado en la fase de reposo por largo tiempo, se les administra una única dosis completa (100 por ciento). La dosis preparatoria debe ser un 10 por ciento de la dosis total. Si ha de administrarse una segunda dosis preparatoria, se inyecta de nuevo sólo un 10 por ciento de la dosis total. En general, la dosis total es de unos 2,5–3 mg (1 glándula) de hipófisis por kg de peso, si se trata de reproductores de más de 5 kg; 1,5 mg (media glándula), para peces de talla mediana (2–5 kg); y 0,75 mg (un cuarto de glándula), para los peces menores (0,5–2,0 kg). Conviene evitar una dosis excesiva en la inyección preparatoria, porque puede determinar una ovulación parcial y trastornar la secuencia normal de la puesta.

Entre la dosis preparatoria y la decisiva hay que dejar un mínimo de 14 h, pero puede esperarse hasta un máximo de 24 h, y en rarísimos casos hasta 48. Cuando se requiere más de una dosis preparatoria, el intervalo entre las dosis ha de ser de 24 h.

A los machos, por lo general, se les administra una sola dosis de hormona, de ordinario al mismo tiempo que se inyecta a las hembras la dosis decisiva. Es importante no administrar antes la hormona a los machos, porque podrían eyacular antes de que las hembras estén listas para ovular.

La dosis de gonadotrofina se expresa en miligramos o en número de glándulas pituitarias secadas en acetona. La glándula pituitaria secada en acetona de una carpa común de 1, 5–2 kg pesa 2, 5–3 mg. Una glándula de ese tamaño es la que se emplea como unidad cuando la dosis se expresa en número de glándulas.

El sistema de dosificar las glándulas en unidades es fácil de usar. Para preparar la dosis se toman glándulas de tamaño aproximadamente igual. El otro método de cálculo de la dosis (en peso) es más difícil, pero es sin duda alguna más preciso.

Un pequeño exceso de hormona en la dosis decisiva no causa ningún perjuicio al pez. En general se administra una dosis superior en 10–15 por ciento a la estrictamente necesaria, para mayor seguridad. Como dosis total (100 por ciento) suelen administrarse de 1 a 1,5 glándulas (es decir, 3,0–4,5 mg) por kg de peso de la hembra. Si la dosis calculada es de más de cinco glándulas, se añade otra “para el mortero”.

Si se dispone de glándulas pituitarias pulverizadas, será necesaria una buena balanza o una cucharilla de volumen conocido para medir la dosis exacta. La pituitaria seca vendida ya en polvo puede adulterarse fácilmente con tejido cerebral. Por ello, se aconseja a los piscicultores que compren siempre la hipófisis que necesiten en centros que merezcan confianza.

La dosis decisiva (única) recomendada para los machos es de 0,5 glándulas (1,0–1,5 mg) por kg de peso, independientemente de la longitud. Téngase presente, sin embargo, que no es necesario administrar hormonas a los machos que estén ya vertiendo gotas de semen.

Al calcular la dosis decisiva conviene ser siempre un poco liberales. Se aconseja, pues, a los piscicultores que aumenten la dosis necesaria en un 10–15 por ciento. Un buen principio práctico es no administrar demasiada hormona en la inyección preparatoria y no administrar demasiado poca en la dosis decisiva.

Cuando la dosis decisiva ha de administrarse en dos o tres veces, el intervalo entre las inyecciones no debe ser superior a 6–8 h.

Métodos para la administración de hormonas. Los métodos utilizados para la administración de hormonas son diversos. Cada uno de ellos puede tener su razón de ser, pero es posible que no sea aplicable universalmente. La técnica que ha de adoptarse depende en general de la especie de que se trate, de las condiciones locales y de los métodos de trabajo empleados por los científicos y técnicos del lugar. Ninguna técnica puede proclamarse como única y definitiva. En general, las hembras necesitan dosis mayores que los machos, y la administración en varias veces produce mejores resultados que en dosis única.

Los métodos de administración de hormonas generalmente utilizados son los siguientes:

Inyección única. Se administra en una sola inyección el 100 por ciento de la dosis calculada. La hormona producirá su efecto sólo si la hembra está ya lista para el desove desde todos los demás puntos de vista (tal es el caso de las hembras capturadas durante la migración de desove o en los frezaderos). Los peces bien alimentados alcanzan ese estadio durante la segunda mitad de la época de reproducción.

En la mayoría de las especies de peces, los machos suelen estar más maduros para la eyaculación que las hembras para el desove y, por tanto, les basta una sola dosis. Si la dosis que se les administra es excesiva o la administración no se sincroniza con la maduración gonadal de las hembras, puede suceder que eyaculen inútilmente antes de que las hembras estén listas.

Dosis preparatoria y dosis decisiva. La dosis preparatoria, que equivale a un 10 por ciento de la dosis total necesaria, activa el desarrollo de las gónadas hasta la fase de preovulación. En general se administra 18–24 h antes de la dosis decisiva (100 por ciento de la dosis calculada). Esta secuencia en la administración de hormonas suele dar buenos resultados en las regiones templadas y subtropicales y resulta también muy adecuada para los peces nerviosos y difíciles de manejar.

A veces el intervalo entre la dosis preparatoria y la decisiva puede ser menor que el indicado. En la segunda mitad de la temporada de reproducción basta un intervalo de 14–18 h, dado que la temperatura del agua suele ser superior a la temperatura normal de desove. Si las hembras pesan menos de 1 kg y están maduras para el tratamiento hormonal, un intervalo de 6 h es suficiente.

a) Una dosis preparatoria y dos decisivas

En las regiones tropicales, donde el metabolismo de los peces es más rápido, la dosis decisiva se administra en dos partes iguales (o un 40 por ciento primero y un 60 por ciento después), dejando transcurrir 6–8 h entre las inyecciones. De 18 a 24 h antes de la primera dosis decisiva debe administrarse una dosis preparatoria del 5–10 por ciento.

b) Varias dosis preparatorias y dos decisivas

En algunos casos, cuando los huevos están ya en la fase de reposo pero el ovario no ha descendido aún a la parte inferior de la cavidad corporal, es necesario administrar varias dosis preparatorias para que la dosis decisiva resulte fructífera. Por ejemplo, la hembra del cachama del Orinoco (Colossoma oculus) necesita cinco inyecciones preparatorias (P1–5) a intervalos de 24 h antes de poder recibir la dosis decisiva, que, a su vez, se le administra en dos veces (40 y 60 por ciento), a distancia de 6 h.

En este caso, la secuencia es la siguiente:

Dosis distribuida. Con este método, las inyecciones se administran en muchas dosis, dejando entre ellas un intervalo generalmente breve (6–8 h).

La secuencia y la cantidad de las dosis puede variar, en la forma siguiente:

  1. 50 y 50 por ciento, a distancia de 6–8 h
  2. 40 y 60 por ciento, a distancia de 6–8 h
  3. 10, 30 y 60 por ciento, a distancia de 6 h
  4. 33 ⅓, 33 ⅓ y 33 ⅓ por ciento, a distancia de 6 h
  5. 20, 30 y 50 por ciento, a distancia de 6 h

Estas secuencias han dado buenos resultados con los peces tropicales y con peces que desovan en aguas estancadas.

Se ha hallado que cuando el ovario es voluminoso es necesaria mayor cantidad de hormona para la ovulación. El volúmen del ovario puede expresarse por la circunferencia máxima del cuerpo, regulando la dosificación como sigue:

Circunferencia máxima del cuerpo, cm38404244464850525456586062
Dosis de hipófisis seca en mg/kg de peso corporal3,03,33,53,84,04,34,54,85,05,35,55,86,0

Esta relación es válida para las principales carpas chinas, pero no se ha ensayado aún en otros peces.

Disolvente. El disolvente utilizado para la hormona gonadotrófica es una solución de sal común (NaCl) al 0,6–0,7 por ciento. Para la inyección preparatoria se utiliza 1 ml de disolvente, independientemente de la dosis (de un cuarto de glándula a una glándula entera). La cantidad de disolvente para la dosis decisiva se calcula a razón de 0,5 ml por cada glándula (2,5–3,0 mg), pero sin que el máximo exceda de 5 ml.

La cantidad de disolvente no tiene mucha importancia, excepto cuando se usa demasiado o demasiado poco. En este último caso, la pérdida de una gota de solución significaría el desperdicio de una cantidad considerable de hormona, mientras en el primero la administración de un gran volumen de solución plantearía un difícil problema. Por todo ello, se recomienda utilizar generalmente de 1 a 5 ml.

Preparación de la solución de glándula pituitaria. Se determina la dosis precisa, teniendo en cuenta el peso, número y sexo de los reproductores, y se cuenta el número necesario de glándulas pituitarias o se pesa la cantidad requerida. Si las glándulas no están ya pulverizadas, se trituran en un mortero pequeño de porcelana o en un homogenizador. El mortero ha de estar perfectamente seco, porque en caso contrario las glándulas adquirirían una consistencia pastosa al pulverizarse y no se disolverían fácilmente.

Se añade inmediatamente la cantidad necesaria de disolvente, que suele medirse con una jeringa graduada. Es preciso mezclar bien el disolvente y la hipófisis en polvo. Para disolver bien la hormona serán necesarios 10–30 minutos. Los residuos de tejidos pueden eliminarse de la solución por centrifugación o dejando que se depositen y extrayendo luego la solución supernatante con una jeringa (Figura 19).

El disolvente se prepara disolviendo 7 g de sal común limpia y libre de yodo en 1 litro de agua potable hervida y puesta luego a enfriar. No es preciso utilizar agua destilada. El disolvente puede conservarse por largos períodos en botellas lacradas.

Cuando haya que inyectar contemporáneamente a varios reproductores, es conveniente marcar a cada uno de ellos con hilos de distintos colores (sujetos a los radios de la aleta dorsal) inmediatamente después de pesarlos. De esa manera resultará facilitada la identificación de los animales y se estará seguros de administrarles la dosis exacta.

Elección de la parte del cuerpo en que ha de hacerse la inyección. El procedimiento más comúnmente adoptado consiste en inyectar la hormona en los músculos dorsales, por encima de la línea lateral y por debajo de la parte anterior de la aleta dorsal (Figura 20). En la India, la inyección se administra en general en la parte dorsal del pedúnculo caudal. Este procedimiento parece ser el mejor para peces sensibles.

En algunos peces, como la tenca, la inyección se hace en la cavidad corporal pero, en general, los resultados no son buenos. A veces no se saca a los peces del agua para hacerle la inyección. Si hay que sacarlos, conviene colocarlos sobre una mesita cubierta con una lámina o almohadilla de espuma de plástico, para evitar que sufran daños. El pez se mantiene más tranquilo si se le cubre la cabeza con un paño. Para manipular los reproductores es oportuno utilizar toallas y no tocarlos con las manos desnudas. Al inyectar a peces de escama, hay que evitar perforar las escamas con la aguja, introduciéndola por debajo de ellas y pinchando directamente en el tejido muscular.

La administración de pituitaria, por sí sola, no determina la ovulación completa. Son varios los factores ambientales, como temperatura adecuada, elevado contenido de oxígeno y tranquilidad, que se cree desempeñan un papel decisivo (Figura 21). Entre ellos, la temperatura tiene importancia vital. Si es demasiado baja, la ovulación necesita mucho tiempo y, en la mayoría de los casos, se inhibe. Las altas temperaturas además de aumentar la demanda de oxígeno y el metabolismo, tienen también efecto inhibidor. Un pez tratado con pituitaria necesita aproximadamente un 50 por ciento más de oxígeno que antes del tratamiento. La excitación causada por la manipulación y el tratamiento contribuye también a aumentar el consumo de oxígeno. Es, pues, esencial mantener a los reproductores, después del tratamiento, en un ambiente bien aireado o en agua corriente limpia y rica en oxígeno. Tampoco ha de pasarse por alto la necesidad de un ambiente tranquilo. Los peces que sufren molestias se agitan, nadan rápidamente y saltan contra las paredes del tanque, con la posibilidad de producirse lesiones. Para asegurarles un ambiente tranquilo basta colocar en la superficie del tanque objetos flotantes oscuros para que los reproductores ya tratados puedan refugiarse debajo de ellos.

4.3.3.3 Inducción de la ovulación y/o el desove con gonadotrofina coriónica humana (GCH). En general es fácil obtener la fase de preovulación con la administración de GCH, pero en la mayoría de los peces es difícil conseguir la ovulación completa con este método, aunque algunos responden perfectamente al tratamiento. En primer lugar, hay que decir que sólo los peces bien preparados y plenamente maduros para el tratamiento hormonal responden bien a la administración de GCH (por ejemplo, los peces capturados durante sus migraciones para el desove). Por otro lado, las especies carnívoras pueden responder mejor que las no carnívoras. Los reproductores criados con alimentos naturales abundantes responden más fácilmente a la GCH que los criados con piensos artificiales. Varios factores ambientales, como agua corriente en abundancia, corriente fuerte y disponibilidad de lugares para esconderse, pueden desempeñar también una función importante en el éxito del tratamiento con GCH. Los únicos peces cuyo desove se ha conseguido inducir satisfactoriamente a escala comercial con GCH son el bagre de canal (Ictalurus punctatus), el mújol (Mugil cephalus) y las principales carpas chinas. En el caso del bagre de canal, se inyecta GCH en la cavidad corporal a razón de 700–2 000 unidades internacionales (UI) por kg de peso corporal, según el grado de madurez del pez. El mújol necesita 6 000 UI de GCH por kg de peso, administradas intramuscularmente y de ordinario en dos dosis, a distancia de 24–48 h, según el ritmo de desarrollo de los huevos después de la inyección inicial. En el caso de las principales carpas chinas, la dosis es de sólo 800–1 000 UI por kg de peso, que se administran en dos veces a distancia de 8 h. En la primera dosis se administra sólo un 10–15 por ciento de la cantidad total de GCH. A los machos se les inyecta al mismo tiempo que se hace la segunda inyección a las hembras.

4.3.3.4 Ovulación y desove inducidos con hormonas

Ovulación inducida con hormonas. La ovulación es la última fase del desarrollo normal del huevo. La preovulación comienza cuando el núcleo de la célula huevo empieza a desplazarse desde el centro hacia la micropila y el huevo absorbe fluidos (este proceso se llama hidratación). La ovulación comienza con la desaparición de la membrana celular y la aparición de los cromosomas y termina con la primera división meiótica. Al mismo tiempo, el folículo, que mantiene los huevos sujetos a la pared del ovario, se rompe y se disuelve parcialmente y los huevos caen a la cavidad ovárica. La masa de huevos puede ya fluir libremente por el orificio o poro genital.

Este proceso final de maduración toma cierto tiempo y depende en buena parte de la temperatura del agua en que vive el pez. En la práctica, es necesario conocer el intervalo de tiempo que transcurre entre la última inyección decisiva y la ovulación. Este intervalo se expresa en “horas-grados”, que se calculan en forma análoga a los “días-grados”, es decir, midiendo de hora en hora, desde la última inyección decisiva hasta la ovulación completa, la temperatura del agua del tanque en que se hallan los reproductores y sumando las cifras obtenidas. Las horas-grados serán más cuando sólo se administre una dosis, porque en ese caso el desarrollo del huevo habrá de pasar por las fases de preovulación y ovulación. En el caso de la carpa común, el intervalo de tiempo es de unas 16–18 h con agua a temperatura de 21°–22°C y, por tanto, las horas-grados serán 340–360. Si el tratamiento hormonal incluye una o más inyecciones preparatorias y sólo una inyección final, la ovulación durará 240–260 horas-grados en aguas a 21°–22°C de temperatura (es decir, unas 12–13 h desde la última inyección).

Conocer las horas-grados necesarias servirá al piscicultor para saber cuándo ha de esperar exactamente que se produzca la ovulación después de la última inyección. El número de horas-grados depende de la especie, el tipo de tratamiento y el tamaño de la hembra y de que el pez empiece o no la puesta inmediatamente después de la ovulación.

a) Horas-grados en relación con la especie

A una temperatura de 21°–22°C, las horas-grados de la carpa común son 240–260, mientras las de la carpa herbívora, la carpa plateada y la carpa de cabeza grande son 200–220.

b) Horas-grados en relación con el tipo de tratamiento

Las horas-grados son 340–360 para la carpa común si sólo se le administra una dosis decisiva. Si 24 h antes de la dosis decisiva se le administra una dosis preparatoria, serán sólo 240–260, y se reducirán a 200–220 si se le administran dos inyecciones decisivas a distancia de 6–8 h. Quizás el mismo esquema sea válido para otras especies.

c) Horas-grados en relación con el tamaño de las hembras

Es bien sabido que las hembras pequeñas ovulan antes que las grandes. La diferencia es apreciable sobre todo cuando la diferencia de tamaño es grande: por ejemplo, 1–2 kg y 7–10 kg. En las carpas comunes de pequeño tamaño (1,0–2,0 kg), las horas-grados son de ordinario sólo 130–150.

Si se sueltan junto con machos maduros y activos, la mayoría de las hembras inyectadas inician el desove en el “tanque de espera”. Si no se produce el desove, quiere decir que la especie no responde al tratamiento, que los machos están inactivos o han eyaculado ya, que las hembras están lesionadas o se les ha administrado una dosis excesiva de hormona, o que algunos de los factores ambientales no son favorables.

Desove inducido con hormonas. Muchos de los peces tratados con hormona gonadotrófica (extracto de pituitaria de peces o gonadotrofina coriónica) empiezan a desovar, después de la ovulación normal, en presencia de machos activos. Este tipo de desove se denomina “desove inducido” o “desove inducido con hormonas”. Los huevos son fertilizados directamente por los machos y una vez fertilizados pueden recogerse fácilmente para incubarlos bajo control.

El desove inducido puede utilizarse para la propagación de los peces que ponen huevos no adherentes, flotantes, semiflotantes o rodantes. Los huevos de otro tipo se adherirán entre sí, formando aglomerados. También puede practicarse el desove inducido con peces que pongan en nidos, colocando nidos adecuados en el tanque de reproducción.

Si se trata de peces que ponen huevos adherentes sin fijarlos a un lugar, como sucede con la carpa común, el carpín, la tenca, etc., conviene colocar en el fondo del tanque un recipiente para los huevos (por ejemplo, un kakaban). De todas maneras, algunos huevos se esparcirán y se adherirán a las paredes del tanque.

El desove inducido tiene varias ventajas e inconvenientes, que se detallan a continuación:

Ventajas:

  1. No es necesario calcular el momento exacto de la ovulación ni vigilar a las hembras para decidir si están listas para el desove artificial a mano.

  2. No es necesario capturar a los reproductores para proceder al desove artificial, con lo que se evita la posibilidad de que sufran lesiones.

  3. No es necesario desovar artificialmente a los reproductores ni fertilizar los huevos artificialmente, trabajos que llevan bastante tiempo y requieren más personal.

  4. No hay peligro de que los huevos se pasen de maduros en el ovario, ya que el pez iniciará el desove tan pronto como haya terminado la ovulación.

Inconvenientes:

  1. Es necesario instalar un colector especial de huevos en la tubería de desagüe del tanque de espera, para recoger los huevos flotantes fertilizados sin que sufran ningún daño.

  2. Los huevos recogidos están generalmente mezclados con partículas de excrementos y otros objetos extraños arrastrados por la corriente de agua del tanque de espera. Esas partículas pueden deteriorar los huevos al descomponerse y las bacterias y hongos que en ellas proliferan pueden ser peligrosos para los huevos durante su desarrollo.

  3. La estimación del número total de huevos fertilizados es más complicada y difícil que en el desove artificial.

  4. Algunas hembras no ponen todos sus huevos en el tanque de espera y los huevos ovulados que quedan en el ovario maduran demasiado y se pierden. De esa manera se pierde a veces hasta un 50 por ciento de los huevos ovulados.

  5. Algunas hembras dejan salir los huevos cuando no hay ningún macho presente, con lo que un elevado porcentaje de huevos quedan sin fertilizar.

  6. Si los machos no responden, el desove resultará en un fracaso total. Así sucede a menudo cuando en el tanque de espera se ponen sólo un macho y una hembra.

Para que el desove inducido tenga éxito, conviene poner juntos uns hembra y dos-tres machos, dos hembras y tres machos, o un máximo de tres hembras y cuatro machos, según las dimensiones del tanque de espera. Si el tanque es pequeño y los reproductores muchos, se molestarán unos a otros. Si los reproductores pesan 2–3 kg, pueden ponerse como máximo dos hembras y tres machos en un tanque de 2 m2. Por otro lado, si sólo pesan 0,5–1 kg, el mismo tanque puede contener perfectamente tres-cinco hembras y cuatro-seis machos. Cuando los reproductores pesen 4–5 kg, se aconseja no poner juntos más de una hembra y dos machos de menor talla. Si los peces son aún mayores, serán precisos tanques más grandes para obtener resultados satisfactorios.

BienMal
     1) Temperatura
Figura 11Figura 11
     2) Claridad del agua                    Poca                 Excesiva
Figura 11Figura 11
     3) Nivel de oxígeno
Figura 11Figura 11
     4) Densidad de población
Figura 11Figura 11
     5) Profundidad del estanque
Figura 11Figura 11
     6) Alimentos
Figura 11Figura 11

Figura 11 Factores importantes para la cría de los reproductores

Figura 12

Figura 12 Aceleración del desarrollo de las gónadas en climas templados aumentando la temperatura del agua

Figura 13

Figura 13 Características de los reproductores cuando están listos para el tratamiento hormonal

Figura 14

Figura 14 Nidos para recoger huevos fertilizados en estanques, tratando con hormonas a los reproductores o sin tratarlos. 1 y 2, para lucioperca. 3, para siluro. 4, para carpa común

Nidos para lucioperca en estanques pequeños de fondo duro
Figura 15
Nidos en forma de tienda india para siluro
Figura 15
Lecheras utilizadas como receptáculos para bagre de canal
Figura 15

Figura 15 Artefactos para inducir el desove sin tratamiento hormonal

Figura 16

Nidos para ciprínidos que desovan en estanques

Figura 16

Nidos para lucioperca u otros peces que desovan sobre el fondo

Figura 16

Kakaban para carpa común instalado cerca de la superficie

Figura 16

Kakaban para carpa común instalado sobre el fondo

Figura 16 Diferentes maneras de colocar receptáculos para huevos (nidos)

Figura 17

Figura 17 Corrales de desove con receptáculos (lecheras) para bagre de canal

Figura 18

Figura 18 Estanque de desove para carpa común: estanque Dubisch

Figura 19

Figura 19 Preparación de glándulas pituitarias para inducir el desove

Figura 20
Figura 20
Figura 20

Figura 20 Dónde y cómo inyectar las hormonas

A) Temperatura adecuadaB) Oxígeno suficiente
Figura 21Figura 21
C) Tranquilidad: el pez está escondido bajo un objeto oscuro flotante
Figura 21

Figura 21 Hábitat que necesitan los reproductores después de la inyección de hormonas

4.3.4 Huevos fertilizados de peces

Cuando se consigue inducir el desove es fácil obtener huevos fertilizados. En los casos en que, por una u otra razón, la inducción del desove no tiene éxito, es preciso extraer artificialmente de los reproductores los huevos y el semen y proceder a la fertilización artificial mezclando los productos sexuales obtenidos. Conviene tener presente que sólo los huevos ovulados pueden extraerse fácilmente por desove artificial. Por otro lado, algunos peces tienen músculos circulares alrededor del orificio sexual y, si esos músculos no se relajan y se dilatan, el desove artificial puede resultar difícil aún cuando los huevos estén ovulados. En algunos casos sólo es posible obtener los huevos abriendo a la hembra.

4.3.4.1 Fertilización artificial de los huevos de peces. Como se ha señalado anteriormente, algunos peces no desovan espontáneamente después de la ovulación. Por otro lado, a algunos peces, como la carpa común, no se les deja desovar espontáneamente, porque sus huevos necesitan un tratamiento especial, que consiste en disolver la capa adhesiva que los recubre, para hacer posible la incubación en vasijas, bajo control. Como la carpa común suelta los huevos inmediatamente después de la ovulación, es necesario vigilar a las hembras y capturarlas apenas comiencen a dejar salir los huevecillos, para proceder al desove artificial. Se puede también suturar el orificio genital (véase la Figura 22) para evitar que la puesta se verifique espontáneamente. Las hembras ovuladas pueden distinguirse introduciendo uno o dos machos en el tanque en que se encuentran: los machos seguirán a las hembras ovuladas y las golpearán suavemente con el morro alrededor del orificio genital, para inducir el desove. Las hembras de la mayoría de las especies no dejan salir los huevos ovulados si no hay un macho cerca de ellas. En esos casos es fácil impedir el desove espontáneo: basta tener a los machos y las hembras en tanques separados.

Obtención artificial de los productos sexuales. La ovulación, o proceso final de maduración de los huevos, no puede detenerse o invertirse. Una vez que el proceso ha comenzado es preciso obtener el desove, bien natural o artificialmente; en caso contrario, los huevos maduran demasiado y dejan de ser fertilizables. Por ello, es esencial proceder al desove artificial de las hembras ovuladas tan pronto como la mayoría de los huevos estén en el estadio de “muy maduros”. El tiempo que los huevos tardan en pasar de muy maduros a excesivamente maduros es poco y varía según las distintas especies, como se indica en el cuadro siguiente:

Tiempo aproximado que transcurre entre la ovulación y la maduración excesiva de un 50 por ciento de los huevos que se encuentran en el ovario

 min
Carpa común50–80
Carpa herbívora30–40
Carpa plateada30–40
Carpa de cabeza grande50–80
Prochilodus sp.20–30

En general, los huevos de los peces de zonas tropicales y subtropicales llegan a la maduración excesiva antes que los de los peces de zonas templadas.

La mayoría de los huevos maduran y caen a la cavidad ovárica al mismo tiempo. Ello facilita el desove artificial, permitiendo que los huevos fluyan libremente en un chorro denso. Conocer las horas-grados del pez en cuestión es muy útil para establecer el momento exacto de la ovulación con un margen de sólo 10–20 min en más o en menos. Cuando se tratan al mismo tiempo 10–15 hembras, se empieza por desovar artificialmente a las que hayan ovulado antes; cuando se haya terminado con ellas, las otras estarán ya listas para el desove.

La mayoría de los peces sueltan los huevos cuando se les saca del agua. Pero no es preciso sacar al pez del agua para comprobar si los huevos están maduros. Basta dar la vuelta a la hembra y presionar ligeramente la pared abdominal alrededor del orificio genital: si salen algunos huevecillos, es señal de que el pez está maduro.

Una vez que se ha elegido el reproductor apropiado para el desove artificial es preciso secar con una toalla suave todo el cuerpo del pez, en especial la parte inferior y la cola, y la mano del operador. Para conseguir el desove artificial, se presiona ligeramente con el pulgar cerca del orificio genital y se deja que los huevos vayan cayendo suavemente en un cuenco seco de plástico o de esmalte. Durante el desove, los peces no muy grandes se sujetan sólo con las manos, mientras los peces mayores (más de 4–5 kg) se colocan sobre una mesa mullida (Figura 23).

Si las hembras han sido suturadas, se notará que están maduras por la blandura del vientre y la presencia de algunos huevecillos entre los puntos de sutura. Pueden emplearse también machos para identificar las hembras maduras. Una vez sacada la hembra del agua, se seca bien con una toalla suave y se cortan los puntos de sutura. Si la hembra está bien madura, los huevos brotarán fácilmente, en un chorro espeso. Sólo para hacer salir los últimos huevos puede ser necesario presionar ligeramente. El desove a la fuerza (es decir, hacer salir los huevos a toda costa) ha de evitarse absolutamente, porque los huevos así obtenidos no serán aptos para la fertilización.

Al mismo tiempo que se desova artificialmente a las hembras es preciso obtener semen de los machos, bien extrayéndolo o haciéndolo fluir. Para extraer el semen, se succiona con una pipeta, si se espera que el animal produzca sólo pocas gotas de lecha, o con un colector, cuando se espera que el semen sea abundante. En ninguno de esos casos es preciso secar al pez, porque el semen puede succionarse directamente del orificio genital. Cuando se ha recogido semen suficiente, se vierte sobre los huevos y se mezcla inmediatamente con ellos, “en seco”, con una cuchara de plástico o una pluma.

Un equipo bien adiestrado de tres o cuatro personas puede completar el desove artificial de 10–15 hembras y la extracción de semen de un número adecuado de machos en unos 30–50 min. El equipo que es necesario para la obtención de los productos sexuales y para la fertilización artificial puede verse en la Figura 24.

Disolución de la capa adhesiva que recubre la membrana del huevo. Los huevos ovulados maduros de muchos peces, especialmente la carpa, están recubiertos de una capa adhesiva, que contiene glucoproteína, un compuesto de azúcar y proteínas. Gracias a esa capa adhesiva los huevos se adhieren a distintos objetos dentro del agua y se desarrollan separados uno de otro. Los huevos no maduros no tienen esa capa y los “huevos secos” no son adhesivos, porque la adhesividad se adquiere sólo después de entrar en contacto con el agua. La adhesividad es especialmente fuerte al principio y puede desaparecer con el tiempo. Varía, además, entre las distintas especies. Es muy débil en el lucio, relativamente fuerte en los ciprínidos y el lucioperca y muy fuerte en el siluro. Esas diferencias pueden deberse a una distinta composición química de la sustancia adhesiva en los diferentes grupos de peces. Se sabe que el agua salada no activa la adhesividad de los huevos de carpa y que la carbamida y la guanidina disuelven el material adhesivo que recubre la superficie del huevo. Con la sal común, la sustancia adhesiva no pierde su adhesividad; lo que sucede es que queda inactivada. Si se ponen los huevos en agua dulce, se aglutinan entre sí, debido a la activación de la sustancia adhesiva o de lo que queda de ella entre los huevos. Por ello, para eliminar la sustancia adhesiva es necesario lavar bien los huevos con una solución de sal-carbamida durante la fase de dilatación. Otro procedimiento, más sencillo y mejor, consiste en lavar rápidamente los huevos con una solución de tanino poco concentrada cuando ha terminado la dilatación. El tanino desnaturaliza todos los compuestos proteicos y elimina inmediatamente la adhesividad.

De ordinario se aplican ambos métodos. Para empezar, se lavan los huevos varias veces durante el período de dilatación con cantidades cada vez mayores de solución de sal-carbamida (solución fertilizante) y luego se lavan tres o cuatro veces en una solución de tanino.

Como el tanino detiene además la dilatación de los huevos, debido a su acción desnaturalizadora de las proteínas de la superficie del huevo, se aplica sólo cuando la dilatación se ha completado.

Fertilización de huevos adherentes. El huevo ovulado que cae en la cavidad ovárica no ha experimentado más que la primera división meiótica. La segunda división meiótica se producirá solamente cuando penetre el espermatozoide y terminará con la extrusión del segundo cuerpo polar. El espermatozoide que penetra en el huevo a través de la micropila pone en movimiento otros procesos, como la extrusión del segundo cuerpo polar y el desarrollo del pronúcleo femenino, que tiene sólo la mitad del número de cromosomas (n). El pronúcleo femenino se fusiona luego con el pronúcleo masculino, que tiene también solamente la mitad del número de cromosomas (n) y se forma así la primera célula somática (2n) del nuevo pez. Se completa de ese modo el proceso de fertilización.

El tiempo durante el cual el huevo maduro puede ser fertilizado con éxito es bastante limitado. Ello se debe a que, al entrar en contacto con el agua, el huevo empieza a dilatarse y se cierra la micropila. En el caso de la carpa común y las carpas chinas, el cierre de la micropila se produce a los 45–60 s. Así pues, el tiempo a disposición del espermatozoide para penetrar en un huevo se limita, en la mayoría de los peces, a pocos minutos.

A la hora de decidir qué cantidad de agua o de solución ha de añadirse a la mezcla de productos sexuales hay que tener gran cuidado. Si se añade demasiada agua, es probable que muchos espermatozoides no encuentren la micropila. Por otro lado, si el agua no es suficiente, la micropila de un huevo puede quedar cubierta por otro huevo o por el mucus del ovario, y los espermatozoides, cuya vida es muy breve, no tendrán tiempo de entrar en el huevo y fertilizarlo. Y ello a pesar de la presencia de innumerables espermatozoides en el licor seminal: 10 000–20 000 millones en un cm3 de semen.

El procedimiento que se describe a continuación es adecuado para la fertilización y manipulación de los huevos de carpa. Puede verse un diagrama en la Figura 25 (a-c).

La adición de agua a la mezcla de huevos y semen de carpa común hará que los huevos se adhieran unos a otros en pocos segundos, formando una masa. La dilatación de los huevos y su desarrollo resultarán dificultados y los huevos morirán pronto, por no poder conseguir oxígeno. En cambio, con el empleo de una solución fertilizante se asegurará la fertilización de los huevos y su desarrollo: los huevos no se adherirán unos a otros mientras se remueven (cosa que ha de hacerse suave y continuamente) y los espermatozoides se activarán y se moverán rápidamente. Se ha visto que los espermatozoides mantienen su virilidad por mucho más tiempo en una solución de carbamida-sal (20–25 min) que en agua (1–2 min).

La solución fertilizante se prepara disolviendo 30 g de carbamida (urea) y 40 g de sal común (NaCl) en 10 l de agua de estanque limpia (preferiblemente filtrada).

La solución se añade a los huevos en cantidad equivalente al 10–20 por ciento del volumen de huevos que ha de fertilizarse. A continuación se remueve la mezcla con una cuchara de plástico o una pluma durante 3–5 min, para permitir que los espermatozoides penetren en los huevos a través de la micropila y se realice la fecundación. Luego se sigue removiendo la mezcla con la mano. Una persona puede revolver dos cuencos, si lo hace continuamente, o 4–6, por rotación.

Los huevos absorben la solución sin sufrir daño alguno y comienzan a dilatarse. Es preciso añadir a intervalos cantidades mayores de la solución, eliminando al mismo tiempo parte del líquido con el material adhesivo disuelto de la cubierta de los huevos.

Los huevos de carpa común se dilatan hasta alcanzar un tamaño diez veces mayor que el original. Por tanto, en un cuenco de 3 1 no deben ponerse más de 0,3 1 de huevos secos para que haya espacio suficiente para la dilatación.

Al cabo de 1 h o 1,30 h, la dilatación de los huevos llega a término y la capa adhesiva que recubre los huevos se disuelve. Pero aún entonces, los huevos, si se ponen en agua, pueden tender a aglutinarse, debido a la presencia de restos de sustancia adhesiva entre ellos. Para eliminar la sustancia adhesiva completamente es necesario lavar los huevos dos o tres veces con la solución fertilizante. Al verter el líquido, arrastrará consigo la mayor parte de la sustancia adhesiva. Luego se pasan los huevos a una segunda solución, preparada con 5–8 g de tanino en 10 1 de agua, que ha de prepararse cada vez inmediatamente antes de su empleo.

Se echan en un cubo de plástico 2–4 l de solución de tanino y 2–3 l de huevos dilatados, como máximo. Después de remover durante 3–5 s, se añade al cubo agua limpia. Una vez que los huevos se han depositado, se elimina el líquido, preferiblemente utilizando un colador. Por precaución, se echa luego en el cubo una cantidad menor (1–2 1) de solución de tanino y, después de remover la mezcla un momento, se añade de nuevo agua limpia, para terminar eliminando todo el líquido, como la vez anterior. El tanino puede ser perjudicial si permanece mucho tiempo en contacto con los huevos. Por ello es preciso lavar los huevos varias veces con agua limpia o colocarlos inmediatamente en las incubadoras y lavarlos en ellas. Si la cantidad de tanino no es suficiente para el volumen de huevos tratado, se observará una ligera aglutinación entre los huevos, que, de todas maneras, podrán separarse a mano.

El mismo procedimiento puede emplearse para eliminar la capa adhesiva de los huevos de tenca (Tinca vulgaris), aspio (Aspius aspius), brema (Abramis brama) y otros ciprínidos.

Fertilización de huevos no adherentes. La ausencia de una capa adhesiva alrededor de los huevos hace que la fertilización y manipulación de los huevos no adherentes sea una operación mucho más sencilla. Basta utilizar agua limpia y no se necesita ninguna “solución fertilizante”. También en este caso para facilitar la fertilización, ha de añadirse agua en cantidad equivalente a un 10–20 por ciento del volumen de los huevos “secos”. El proceso dura unos 5 min, durante los cuales es preciso remover los huevos continuamente. Luego se pasan los huevos a las incubadoras, teniendo cuidado en no poner más de los que pueden encontrar cabida en cada recipiente, sin olvidar que se dilatan hasta alcanzar un tamaño 40–60 veces mayor que el original (Figura 26). Algunos piscicultores prefieren dejar los huevos en el cubo hasta que termina la dilatación y pasarlos sólo entonces a las incubadoras, pero con ese procedimiento algunos huevos pueden resultar dañados. Por ello es mejor y más conveniente pasar los huevos no adherentes a las incubadoras inmediatamente después de la fertilización, antes de que empiece la dilatación.

Función de la solución de carbamida como catalizador de la fertilización. Se ha observado que los espermatozoides conservan su movilidad más tiempo en una solución de carbamida que en agua dulce natural. Los espermatozoides de carpa pueden fertilizar un huevo después de haber estado durante 20–25 min en una solución de carbamida. Así pues, su viabilidad o vida en una solución de carbamida es 10–20 veces mayor que en agua dulce natural. Por ello se considera que esa solución es un catalizador de la fertilización. Además de prolongar la viabilidad de los espermatozoides y aumentar así el índice de fertilización, la solución de carbamida ayuda a disolver las sustancias que obstruyen la micropila de los huevos. En el caso de lucio (Esox lucius), con el empleo de una solución de carbamida (16 g de carbamida en 1 1 de agua) se consiguió un aumento del índice de fertilización de hasta el 80–90 por ciento. La concentración óptima de la solución de carbamida es diferente para las distintas especies de peces. Conviene, pues, determinar la concentración óptima para cada especie que interese, comprobando la viabilidad de los espermatozoides con soluciones de carbamida de diferentes concentraciones. Una concentración en la que los espermatozoides se muevan con vigor durante unos 10–15 min puede considerarse óptima. Con la mayoría de los peces cuyos huevos se fertilizan artificialmente, el uso de una solución fertilizante de carbamida en lugar de agua pura promete mejores resultados. Un efecto catalizador análogo se ha observado, en el lucio, con una solución de sal común.

4.3.4.2 Dilatación de los huevos. Cuando entran en contacto con agua o con una “solución fertilizante”, los huevos maduros se dilatan. También se dilatan los huevos excesivamente maduros y los que sólo han completado la fase de preovulación, pero la dilatación no es tan grande como en los huevos maduros. Los huevos maduros no fertilizados, en cambio, se dilatan normalmente. Es evidente, pues, que la fertilización no es necesaria para la dilatación de los huevos. Cuando el huevo empieza a dilatarse, se cierra la micropila y, por tanto, ningún espermatozoide puede ya penetrar en el huevo. En los huevos de carpa común y de carpas chinas, la micropila se cierra al máximo 1 min después del contacto con el agua. Ello quiere decir que los huevos de esas especies no disponen, para ser fertilizados, más que de 1 min desde el momento en que entran en contacto con el agua. Por ello, es preciso mantener los huevos secos durante el desove artificial.

Los huevos constan de i) una masa central o germen, ii) el espacio perivitelino, y iii) la membrana o cubierta del huevo. La masa central contiene el vitelo, grasas, etc., y las células en división. En el núcleo pueden distinguirse dos polos: el polo animal o germinativo, y el polo vegetativo o vitelino. En el polo animal se halla el núcleo de la célula, que para entonces tiene ya el número normal de cromosomas, igual que cualquier célula somática. Alrededor de la masa central del huevo se encuentra el llamado espacio perivitelino, ocupado por el líquido perivitelino, que contiene proteínas disueltas. El huevo está rodeado de una membrana o cubierta, que consta de una, dos o tres capas, según la especie de peces. El espesor, dureza y otras características de la cubierta del huevo varían también según la especie. El tipo de incubadora, pues, habrá de escogerse teniendo en cuenta la naturaleza de la cubierta o membrana del huevo.

Los huevos de algunos peces son muy delicados y se rompen fácilmente, echándose a perder. Los de otros, en cambio, son muy duros y son difíciles de romper incluso apretándolos entre los dedos (por ejemplo, mahaseer)

Figura 22Figura 22
2) Nudo doble, dejando sueltos los extremos
Figura 22
3) Punto transversal
Figura 22
1) Tres primeros puntos4) Nudo final

Figura 22 Sutura de la carpa común

A) Desove artificial sobre una mesa
Figura 23
B) Desove artificial en la mano
Figura 23
C) Obtención de semen
Figura 23

Figura 23 Técnicas para la obtención de productos sexuales

Figura 24

Figura 24 Equipo necesario para el desove y la fertilización artificiales

Figura 25aA) Marca de identificaciónFigura 25a
B) Dosis preparatoria 
C) Orificio genital saturado
D) Dosis decisivaE) Se inyecta al macho extracto de pituitaria
Figura 25aFigura 25a
F) HembrasG) Machos
Figura 25a

Figura 25a Propagación artificial de la carpa común - I

H) Se captura una hembra maduraI) Se cortan los puntos
Figura 25bFigura 25b
Figura 25bFigura 25b
K) Se extrae el semen
J) Se desova artificialmenteN) Se añade solución de carbamida
Figura 25bFigura 25bFigura 25b
L) Se añade el semen a los huevosM) Se mezcla bien

Figura 25b Propagación artificial de la carpa común - II

O) Se remueve durante 3–5 minP) Se añade más solución de carbamida y se remueve
Figura 25cFigura 25c
Q) Se cambia la solución de carbamida varias veces 
Figura 25cR) Se echan los huevos en una solución de tanino
Figura 25c

Figura 25c Propagación artificial de la carpa común - III

A) Se estima el número de huevosB) Se añade solución fertilizante y se remueve durante 5 min
Figura 26Figura 26
C) Se transfieren a la incubadora inmediatamente 
Figura 26

Figura 26 Procedimiento para tratar los huevos no adherentes


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