5. PRODUCCION DE NAUPLIOS DE ARTEMIA Y QUISTES DECAPSULADOS PARA USARLOS COMO ALIMENTO EN CENTROS DE PUESTA DE PECES Y CRUSTACEOS

5.1. Técnicas para la eclosión de quistes y la separación de nauplios de los desechos de eclosión

5.1.1. Parámetros críticos para una eclosión óptima

Existe una extensa bibliografia sobre la eclosión de los quistes de Artemia (ver revisión en Sorgeloos, 1980). En estos trabajos, la producción de nauplios por incubación de los quistes en agua de mar se presenta como un método muy simple. Sin embargo, cuando se trabaja a gran escala y con altas densidades de quistes, algunos paraámetros pueden ser criticos para asegurar unas eficiencias de eclosión máximas. Expresandolos de forma resumida tendriamos:

5.1.1.1. Temperatura

La temperatura deberá mantenerse en el intervalo de 25–30°C. A temperatura por debajo de 25°C la eclosión es más lente y por encima de 30°C el metabolismo de los quistes se detiene irreversiblemente. Es mejor mantener una temperatura constante en el medio de eclosión (ej. usándo calentadores y termostatos) para obtener una producción máxima de nauplios en estado I (con un contenido energético máximo según veremos más adelante) en el mismo periodo de incubación; para ello se deben poner a punto métodos rutinarios de eclosión y recogida de nauplios, asegurando unos resultados de eclosión constantes, independientemente de las fluctuaciones estacionales de la temperatura.

5.1.1.2. Salinidad y pH

Por razones de conveniencia práctica, se usa mayormente el agua de mar para la eclosión de los quistes. Sin embargo, a una salinidad de 5‰ aumenta la tasa de eclosión (ya que se tiene que producir menos glicerol, ver sección 3.3.) y se han registrados eficiencias de eclosión más elevadas para algunas cepas de quistes, teniendo los nauplios un mayor contenido energético (ver Tabla VI). A pesar de todo, aconsejamos utilizar agua de mar natural diluida con agua dulce hasta 5%., complementandola con 2 g por litro de NaHCO₃ industrial ó bin preparar una solución de eclosión a base de sales industriales y agua dulce siguiendo la fórmula dada en la Tabla VII. Es esencial incrementar las cantidades de tampón cuando se eclosionan grandes densidades de quistes (= gran producción de CO₂), con el fín de mantener los niveles de pH por debajo de 8.0 (ver sección 3.3).

La salinidad de los medios de eclosión puede ser fácilmente controlada con la ayuda de un densímetro o de un refractómetro. En el Apéndice 3 se presenta una tabla de conversión entre varias unidades de medida.

5.1.1.3. Oxígeno

A fín de lograr una eclosión máxima (tanto en tasa como en eficiencia), se recomienda mantener unos niveles de oxígeno por encima de 2 mg/l. Las tasas óptimas de aireación han sido controladas localmente en función del tamaño del tanque y de la densidad de quistes incubados; por ej. para lograr una eclosión máxima de 100 g de quistes en un recipiente de 20 l se debe mantener una tasa de aireación de 7 l de aire/tanque.

La tasa de aireación se puede determinar facilmente midiendo el volumen de agua desplazado por las burbujas de aire en una probeta invertida durante un período de tiempo prefijado (ej. 10 segundos; ver esquema en la Figura 15).

Cuando no es vital alcanzar los niveles aceptables de O₂, no se recomienda el uso de piedras de aireación, ya que puede inducir la formación de espuma que podría atrapar los nauplios. La formación de espuma no será un problema si los quistes han sido lavados, después de tenerlos una hora en remojo, o si han sido previamente desinfectados (ver más adelante).

TABLA VI

Efectos de la incubación a baja salinidad sobre el porcentaje de ecolosión, peso naupliar individual, contenido energético naupliar y biomasa de eclosión de quistes de diferentes orígenes geográficos.

^a Significativo al nivel de 0.05

TABLA VII

Agua de mar artificial usada en la eclosión y cultivo de Artemia

^a en gramos de sal (calidad técnica) por litro de agua dulce

^b disolverlo separadamente en agua dulce caliente antes deañadir a la solución otras sales

Figura 15. Diseño esquemático del dispositivo usado para medir las tasas de flujo de aire (en litros/min).

5.1.1.4. Densidad de quistes

En vista de los problemas técnicos encontrados en el mantenimiento de altos niveles de oxígeno sin formación de espuma o sin daños mecánicos a los nauplios eclosionados, se recomienda no sobrepasar densidades de 5 gramos de quistes por litro, especialmente cuando se trabaja con grandes cantidades.

La presencia de una espuma persistente se puede reducir añadiendo unas gotas de algún agente antiespumante no tóxico (ej. silicona antiespumante del tipo usado en las cervecerías).

5.1.1.5. Iluminación

La iluminación de los quistes, al menos durante las primeras horas tras su hidratación, es esencial para lograr una eclosión máxima. Teniendo en cuenta las diferencias que se observan entre las cepas de Artemia (ver Figura 16), es aconsejable para obtener unos resultados óptimos, mantener una iluminación de aproximadamente unos 2000 lux en la superficie del agua. Este nivel de iluminación se logra, principalmente, durante el día en tanques transparentes puestos a la sombra en el exterior. Sin embargo y con el fín de independizarse de las fluctuaciones estacionales, es mejor situar los tanques de eclosión en el interior (siendo aún mejor con control de temperatura, ver anteriormente) y proporcionandoles iluminación artificial, por ej. con tubos fluorescentes instalados cerca de la superficie del agua.

Figura 16. Efecto de la intensidad luminosa sobre la tasa de eclosión de quistes de Artemia de varios orígenes (el cálculo de las curvas de eclosión se realiza como en la Figura 7) (según Vanhaecke et al., 1981)

5.1.1.6. Desinfección de los quistes

Como puede verse en la Foto 16, la superficie externa de la cáscara de los quistes puede estar cubierta con esporas de bacterias y hongos o estar contaminada con impurezas orgánicas. Es evidente que a una densidad elevada de quistes en el medio de eclosión a una temperatura alta, el desarrollo bacteriano puede ser considerable, lo que ocasiona que el medio de eclosión se ponga turbio dando como resultado, eventualmente, una mala eclosión. Por otro lado existen bacterias, que pueden ser per judiciales para las larvas del predador y que pueden ser introducidas en el medio de cultivo de esas larvas junto con los nauplios de Artemia recién eclosionados (ej. cuando estos no han sido adecuadamente lavados).

Con esta finalidad es muy recomendable aplicar unos métodos rutinarios de desinfección:

• Introducir los quistes durante 1 ó 2 horas en una solución de 20 ppm de hipoclorito en agua dulce, ej. 285 mg de polvo blanqueador industrial (Ca(OC1)₂) en 10 1 de agua dulce para 0.5 kg de quistes; o 4 ml de lejía (con un 5% de producto activo para uso doméstico) en 10 1 de agua dulce para 0.5 kg de quistes; mantener una aireación o agitación fuerte para exponer todos los quistes a la solución desinfectante; el tiempo de desinfección se puede reducir a unos 20 minutos usando mayores concentraciones de desinfectante (ej. 200 ppm). Tras este tratamiento, los quistes serán lavados con agua dulce sobre un tamiz y posteriormente puestos a eclosionar.
• Completar la eliminación del corion de los quistes por decapsulación con hipoclorito (ver sección 5.2.).

5.1.2. Montaje práctico para la eclosión

Los mejores resultados de eclosión, con altas densidades de quistes, se pueden conseguir en recipientes transparentes con base en forma de embudo y que están aireados desde el fondo. Nosotros usamos en general sacos plásticos cerrados al calor y con un volumen de hasta 20 1 si están fabricados en polietileno, o hasta 75 l si están hechos en PVC. En realidad, podría servir cualquier recipiente con base en forma de embudo (preferentemente transparente). Esquemas y dimensiones de los recipientes de eclosión utilizados corrientemente en el ARC están representados en la Figura 17.

Fotogragía 16. Microfotografía al microscopio electrónico de barrido de un quiste de Artemia.

1. quiste deshidratado (observar la gran oquedad así como la suciedad que cubre la superficie exterior de la cáscara, las flechas señalan esporas de bacterias y hongos, así como otras materias orgánicas o inorgánicas;

2. y C: gran ampliación de la proliferación de bacterias sobre la cáscara de los quistes hidratados (según Wheeler et al., 1979)

Los recipientes de eclosión están iluminados a una distancia de 20 cm por 2 (sacos de 20 1) ó 4 (tanques de 75 1) tubos fluorescentes de 60 W.

La aireación desde el fondo del tanque de eclosión permite mantener todos los quistes en suspensión en un agua suficientemente oxigenada: ej. a una densidad de 5 g/1 la tasa óptima de aireación es de 7 1 de aire/min en los sacos de eclosión de 20 1, y de 20 1/min en los tanques de eclosión de 75 1. La temperatura de la solución eclosionadora se mantendrá constante en el intervalo de 25 a 30°C tanto por la instalación del dispositivo completo en una habitación climatizada o bien usando calentadores sumergibles conectados con termostatos de acuario. Dado que la forma más económica de usar los quistes de Artemia es la incubación de los mismos bajo unas condiciones constantes durante un período de tiempo específico, para así poder recoger el máximo número de nauplios en estado I, se debería considerar la estandarización de los parámetros descritos anteriormente y eventualmente su automatización.

La incubación de quistes en un tiempo predeterminado (elegido en relación con el momento más conveniente para la cosecha de los nauplios) se puede lograr automáticamente con un bombeo, controlado por un temporizador, del agua de mar en el tanque de eclosión que ya contiene los quistes secos. El montaje que se representa esquemáticamente en la Figura 18 está en funcionamiento rutinario en el ARC desde hace varios años para la producción de nauplios recien eclosionados usados como alimento en el mantenimiento de los cultivos base de Mysidiopsis bahia.

5.1.3. Técnicas de cosechado

La recogida de los nauplios de Artemia, más o menos libres de cáscaras vacías y de quistes sin eclosionar, se hace tras deterner la aireación durante 5 a 10 minutos: las cáscaras vacías flotan en la superficie mientras que los nauplios se concentran en la parte inferior del embudo.

Figura 17. Esquemas y dimensiones de los recipientes de eclosión usados en el Centro de Referencia de Artemia

Figura 18. Montaje para la incubación automática de quistes de Artemia (según Léger y Sorgeloos, 1982).

El sifonamiento se iniciará desde la parte más inferior del embudo, con el fín de eliminar primero los desechos y quistes llenos no eclosionados que se habrán acumulado justo por debajo de los nauplios. Dado que la mayoría de los nauplios tienen fototactismo positivo, pueden ser concentrados más rapidamente oscureciendo la parte superior del recipiente de eclosión por ej. con un plástico negro que permite que la luz llegue unicamente a la parte más baja del embudo. Una segunda cosecha de nauplios se puede hacer dejando transcurrir 5 a 10 minutos, tras la primera recogida.

La flotación de las cáscaras de los quistes se puede favorecer aumentando la salinidad, poco antes de la cosecha, con la adición de salmuera saturada o sal bruta. El brusco cambio de salinidad no es per judicial para los nauplios de Artemia, mientras permanezcan en el primer estado de nauplio (estado I).

Las cajas de separación circular para nauplios de Artemia descritas por Persoone y, Sorgeloos (1972, 1975) son muy útiles en el laboratorio (especialmente el tipo representado en la Figura 19) pero demasiado complejas para su aplicación a escala comercial en centros de acuicultura (“hatcheries”).

Con aquellas cepas que tienen una pobre sincronía de eclosión (ej. con valores de Ts de más de 10 horas, ver Tabla II) se puede hacer una primera recogida algunas horas antes de que se alcance la máxima eficiencia de eclosión, con el fín de asegurar un uso óptimo de los nauplios producidos (en su estado I).

Algunas cepas de Artemia (ej. Chaplin Lake-Canada, Great Salt Lake, Utah-U.S.A., etc.) pueden ser dificilmente separadas siguiendo las técnicas descritas anteriormente. Con estas cepas y dado que cualquier contaminación con cáscaras vacías debe ser evitada, se deben utilizar quistes decapsulados (ver sección 5.2.).

Funcionamiento:

El cilindro interno (2) está enroscado sobre el cilindro base central (que posee unas ranuras) hasta fijarlo bien sobre el anillo de caucho (4). La suspensión de eclosión filtrada (conteniendo quistes vacios, rotos y enteros y nauplios eclosionados) es transferida al cilindro interior. El compartimento externo del recipiente se llena con agua de mar hasta el mismo nivel. El cilindro interno se cubre con su tapadera (3) y el separador se ilumina con una luz fuerte. Aproximadamente a los 5 mn, se desenrosca el cilindro central hasta que las aberturas queden al descubierto: dado el fototactismo positivo de los nauplios estos nadan el compartimento iluminado donde se pueden cosechar una vez cerrado de nuevo el dilindro interno enroscandolo fuertemente sobre el anillo de caucho (4).

Figura 19. Esquemas de la caja cilíndrica para separación de nauplios de Artemia de Persoone y Sorgeloos (1972)

5.1.4. Distribución de los nauplios a las larvas en cultivo

Con el fin de prevenir la contaminación de los tanques de cultivo con glicerol, metabolitos de eclosión y bacterias los nauplios de Artemia cosechados se lavarán sobre un tamiz de 125 micras antes de transferirlos a los tanques de cultivo larvario.

Dado que el estado I de los nauplios se desarrolla enteramente a base de sus reservas energéticas, se los deberia cosechar y alimentar con ellos a las larvas de peces y crustáceos en su forma más energética, es decir tan pronto como sea posible despues de la eclosión. La práctica generalizada de mantener los nauplios en agua salada aireada a la temperatura ambiente (principalmente al exterior) produce una pérdida continua del contenido energético al no poderse todavía alimentar (Figura 20).

Como se ha demostrado en repetidas ocasiones, el éxito del cultivo de peces y crustáceos disminuye significativamente si se usan nauplios de mayor edad y que no han sido alimentados (estados II–III) en lugar de aquellos recién eclosionados (estado I). Los problemas no están unicamente ligados a la disminución del valor nutritivo (ej. caida en el peso seco y contenido calórico, ver Figura 21 y Tabla VIII) sino tambien a su incremento de talla (excesivamente grande para el predador), a su mayor tasa de natación (haciendo más dificil su captura para el predador), y a su menor perceptibilidad (de color pálido a transparente en nauplios sin alimentación hasta el color naranja oscuro en Artemia recién eclosionadas).

La conservación de nauplios a la temperatura ambiente (25 C ó más) y a densidades altas resulta además en mortalidades considerables en el plazo de algunas horas, especialmente cuando no existe una aireación suficiente. Cuando se cosecha un exceso de nauplios, se los puede alimentar o enriquecer y utilizarlos posteriormente para alimentar estados larvarios más avanzados (ver más adelante) o bien se los puede conservar a baja temperatura para alimentaciones ulteriores.

Los nauplios recién eclosionados se mantendrán, hasta 48 horas, en el frigorífico (0–4°C) en recipientes moderadamente aireados y a densidades de hasta 15.000 nauplios por ml hasta 48 horas; excepto las cepas de Chaplin Lake (Canada) y Buenos Aires (Argentina) en los que la viabilidad naupliar permanece por encima del 90% (incluso 24 horas despues de la transferencia de los nauplios enfriados al tanque de cultivo a 25°C), las pérdidas energéticas son muy leves y el descenso en el valor nutritivo para las larvas de Mysidiopsis y de carpa es insignificante y en ambos casos mínimo (ver Tabla IX).

	CONSUMO DURANTE LA ECLOSION.
	CONSUMO DESDE EL ESTADO I A LOS ESTADOS II-III DE NAUPLIO

Figura 20. Comparación del contenido energético individual y del peso seco individual de quistes decapsulados, estado I y estados II y III de nauplios de Artemia de diferentes orígenes geográficos (según Vanhaecke et al., 1983).
(SFB: San Francisco Bay, - USA, SPB: San Pablo Bay - USA, MAC: Macau - Brasil, PHIL: Barotac Nuevo - Filipinas, CHA: Chaplin Lake - Canada, ARG: Buenos Aires - Argentina, PR: Bahia Salinas - Puerto Rico, GSL: Great Salt Lake - USA, SB - Shark Bay - Australia, MS: margherita di Savoia - Italia, TIEN: Tientsin - RP China, LAV: Lavalduc - Francia).

Figura 21. Cambios en el contenido energético de nauplios de Artemia durante el paso desde el estado I al estado II-III (recopilado de Benijts et al., 1976)

TABLA VIII

Peso seco individual de nauplios de Artemia de diferentes orígenes geográficos conservados bajo distintas condiciones (según Léger et al., 1983)

* significativamente diferente al nivel del 0.05

La frecuencia en las operaciones de eclosión y los trabajos consiguientes, se verán muy reducidos con la aplicación de esta técnica de conservación, durante 48 horas, de los nauplios recién eclosionados.

Esta técnica proporciona, además, oportunidades para la automatización en la distribución del alimento. En la Figura 22 se representa un sistema que está en funcionamiento continuo en el ARC, desde hace más de 5 años, para la alimentación cada 3 horas (día y noche) con nauplios conservados de Artemia, de los cultivos base de Mysidiopsis. Al terminar cada aporte de alimento, las líneas de distribución son automáticamente limpiadas con agua dulce ej. las válvulas electromagnéticas se abren 30 segundos antes que la bomba peristáltica se detenga (fácil de conjuntar) y el agua dulce es vertida en los tubos de distribución del alimento; como resultado de la presión hidrostática de la entrada de agua dulce, las válvulas de sentido único cierran el suministro de nauplios y el agua dulce es bombeada por las líneas de alimentación.

TABLA IX

Resultados de los ensayos de cultivo con nauplios de Artemia (Macau, Brasil) almacenados bajo distintas condiciones usados como alimento del misidáceo Mysidiopsis bahia y de las larvas de carpa Cyprinus carpio (según Léger et al., 1983)

	condiciones de almacenaje de los nauplios de Artemia
Resultados con Mysis	0 h	24h, 2–4°C	24h,2–4°C
Porcentaje de supervivencia	89.7 + 8.9	96.5 ± 13.5	93.3 ± 13.6
Peso seco individual (μg)	254 ± 28.0a	352.6 ± 55.3b	335.8 ± 33.8b
Longitud individual (μm)	4 376 ± 233	4 591 ± 200	4 593± 220
Características reproductivas
% diferenciación sexual	100	100	100
% ♂i / ♂	14.6	6.7	3.7
% ♀i / ♀	53.0	33.0	18.3
% ♀* / ♀	43.6	53.1	78.0
% / ♀	3.3	13.9	3.7
Resultados con carpa
Porcentaje de supervivencia	95.7 ± 1.4	95.7 ± 1.4	93.3 ± 0.8
Peso húmedo individual	173 ± 2.9a	169.5 ± 6.4a	159.3 ± 3.2b

♂i Macho inmaduro;
♀i hembra inmadura;
♂ número total de machos;
♀ número total de hembras;
♀* hembra con huevos en el ovario;
hembra con huevos en el marsupium
^a,b Las medias para los diferentes exponentes (a,b) son significativamente diferentes (P<0.05)

Figura 22. Esquema de un sistema automático de distribución de nauplios (según Léger y Sorgeloos, 1982)

Figura 23. Secciones de las membranas externas de la cáscara de un quiste de Artemia, sin tratamiento (A) y decapsulado (B) (modificado de Morris y Afzelius 1967, en Léger et al., 1986)

5.2. Decapsulación de los quistes

5.2.1. Introducción

Como ya se mencionó con anterioridad, la separación de los nauplios de su cáscara no siempre es posible. Los quistes no eclosionados y las cáscaras vacías, causan, a menudo, efectos perniciosos cuando son ingeridos por el predador; ya que al no ser digeridos pueden causar la obstrucción del tubo digestivo (Sorgeloos et al., 1977). Por otra parte como las cáscaras de los quistes están cargadas de bacterias (Wheeler et al., 1979) pueden ocurrir infecciones en los cultivos de peces y crustáceos, tras la adición de una mezcla de quistes (ó cáscaras) y nauplios. La dura capa externa de color marrón oscuro de los quistes (el corion; Figura 23) se puede eliminar sin afectar la viabilidad del embrión por medio de una exposición, de corta duración, de los quistes hidratados a una solución de hipoclorito, un proceso que se ha denominado decapsulación de los quistes (Sorgeloos et al., 1977).

5.2.2. Metodologia

El método de decapsulación conlleva los siguientes pasos: hidratación de los quistes; tratamiento con la solución decapsulante; lavado y desactivación de los restos de cloro activo; uso inmediato o deshidratación para su almacenamiento.

5.2.2.1. Hidratación de los quistes

Una eliminación completa del corion se puede lograr unicamente cuando los quistes son esféricos; en la mayoría de las cepas la hidratación completa se logra tras 2 horas de incubación en agua dulce o salada a 25°C (el tiempo de hidratación se incrementa cuando disminuye la temperatura y aumenta la salinidad). Se recomienda la utilización de los mismos recipientes, con fondo en forma de embudo usados para la eclosión con el fín de conseguir un hinchamiento homogeneo de los quistes por medio de un burbujeo de aire desde el fondo del tanque.

Tan pronto como todos los quistes estén hidratados, transferirlos a la solución de hipoclorito, ej. recoger los quistes sobre un tamiz de 125 micras, lavar eventualmente para eliminar las impurezas y escurrir el exceso de agua. Una hidratación excesivamente prolongada antes de someter los quistes al tratamiento de hipoclorito parece afectar drásticamente la tasa y la eficiencia de eclosión de los quistes decapsulados. Los quistes hidratados que no puedan ser tratados inmediatamente podrían ser conservados durante algunas horas en el frigorifico (0–4°C).

5.2.2.2. Tratamiento con la solución decapsuladora

Dos tipos de hipoclorito pueden ser utilizados, lejía (NaOCl) o polvo blanqueador (Ca(OCl)₂). La actividad de este último producto suele venir indicada en su etiqueta comercial (generalmente, el 70% de actividad en peso). La actividad de las soluciones de NaOCl se pueden determinar por varios métodos, ej. titulación (ver Apéndice 4). El método más sencillo es la determinación del indice de refracción, a condición que la solución sea reciente o que haya sido conservada adecuadamente, por ej. con un refractómetro. En el Apéndice 5 se recoge una tabla de conversión para diversas unidades de medida.

El peso de producto activo en el volumen de la solución decapsuladora por gramos de quistes secos a tratar es idéntico en ambos hipocloritos, (0.5 g de producto activo por gramo de quistes y 14 ml de solución decapsuladora por gramo de quistes).

El producto alcalino usado en ambos tratamientos (para subir el pH de la solución decapsuladora hasta 10) es diferente: en el caso de NaOCl se añaden 0.15 g de NaOH industrial (= 0.33 ml de una solución al 40%) por gramo de quistes, mientras que en el caso de Ca(OCl)₂ se añaden 0.67 g de Na₂CO₃ ó 0.4 g de CaO.

Las soluciones decapsuladoras se deberán preparar con agua de mar y tendrán que ser enfriadas (eventualmente con la adición de hielo) hasta obtener temperaturas de trabajo de 15 a 20°C.

Ejemplos prácticos para la preparación de soluciones decapsuladoras usando bien lejia, bien polvo blanqueador como fuente de hipoclorito, están descritos en la Tabla X.

Para la solución decapsuladora a base de Ca(OCl)₂ es esencial disolver primero el polvo blanqueador antes de añadir el CaO o el Na₂CO₃. Tras mezclar durante 10 minutos, ej. por medio de una aireación fuerte, se dejará sedimentar la solución, utilizando solo el sobrenadante.

El filtrado y los quistes hidratados son transferidos a la solución decapsuladora, y manteniendolos en continua suspensión, ej. con un agitador manual o por burbujeo de aire desde el fondo cónico del tanque. Comienza una reacción exotérmica, formandose espuma y observandose cambios de color a medida que el corion se va disolviendo, pasando de marrón oscuro hasta gris cuando se usa el hipoclorito de calcio, o desde gris hasta naranja en el caso del hipoclorito de sodio Se controlará regularmente la temperatura de la suspensión, añadiendose eventualmente hielo para prevenir que se alcance la temperatura de 40°C letáal para los quistes. La decapsulación terminará en un plazo de tiempo comprendido entre 5 y 15 minutos.

5.2.2.3. Lavado y tratamiento de desactivación

Tan pronto como el corion haya sido completamente disuelto (lo que se controlará por medio de un microscopio o cuando no se observen más cambios de color o de temperatura) se filtrarán los quistes decapsulados y se lavarán copiosamente con agua dulce (o salada) hasta que el olor a cloro haya desaparecido.

Los residuos de hipoclorito absorbidos sobre los quistes decapsulados serán desactivados en un baño de ácido clorhidrico o acético o incluso más eficientemente con tiosulfato; ej. los quistes serán sumergidos varias veces en una solución 0.1 N de HCl ó HAc; ó bien en una solución al 0.1% de Na₂S₂O₃. Esta desactivación tomará menos de un minuto, tras este tratamiento se lavarán otra vez los quistes con agua dulce o salada. Los residuos de hipoclorito pueden ser detectados poniendo algunos quistes decapsulados en una pequeña cantidad del reactivo almidón-yodo diluido (= almidón, yoduro potásico, ácido sulfúrico y agua). Cuando el reactivo se vuelve azul, el lavado y la desactivación deben continuar. A causa de la eliminación del corion, que contenia cámaras de aire (Figura 23), los quistes decapsulados precipitarán una vez transferidos a agua dulce o salada.

TABLA X

Ejemplos prácticos de composición de soluciones de decapsulación para el tratamiento de 100 gr de quistes secos usando NaOCl ó Ca(OCl)₂ como agentes activos.

EJEMPLO 1 : uso de liquido blanqueador concentrado

Indice de refracción de la solución diluida de NaOCl (una parte de NaOCl por una parte de agua dulce): 1.3604

Concentración de producto activo en la solución de NaOCl : (3000 × 1.3604) - 4003 × 2 = aproximadamente a 156 g/l

Cantidad de producto activo necesario para la decapsulación de 100 g de quistes : 100 × 0.5 = 50 g

Volumen necesario de liquido blánqueador (lejía) : 50 × 1000/156 = 320 ml

Cantidad necesaria de NaOH : 0.15 × 100 = 15 g ó 0.33 × 100 = 33 ml 40% de solución

Volumen total de solución de decapsulación : 4 × 100 = 1400 ml

Volumen necesario de agua de mar : 1400 - 320 - 33 = aproximadamente 1050 ml

Quedando la solución de decapsulación formada por: 320 ml de liquido blanqueador 33 ml de solución de NaOH al 40 % 1050 ml de agua de mar

EJEMPLO 2: uso de polvo blanqueador

Actividad del producto al 70 % (en peso) de los ingredientes activos.

Cantidad de producto necesario para la decapsulación de 100 gr de quistes: (100 × 0.5) × 100/70 = 71 g de blanqueador en polvo Ca(OCl)₂

Cantidad necesaria de Na₂CO₃ : 0.67 g (0.04 × 100 = 40 g de CaO) Volumen de la decapsulación (= volumen necesario de agua de mar) : 14 × 100 = 1400 ml

Quedando pues la olución de decapsulación compuesta por : 1400 ml de agua de mar 71 g de blanqueador en polvo 67 g de Na₂CO₃ (0.40 g de CaO)

Los quistes que no han sido decapsulados adecuadamente y que todavia guardan restos del corion, pueden ser retirados de la superficie en la deshidratación con salmuera (ver más adelante); y eventualmente ser nuevamente decapsulados.

5.2.2.4. Uso directo de los quistes hidratados y decapsulados

Los quistes hidratados y decapsulados pueden ser tanto eclosionados inmediatamente, como ser hidratados y conservados o bien ser ofrecidos directamente como fuente alimenticia a las larvas de los predadores (ver más adelante). En caso necesario, pueden ser conservados durante algunos dias en el frigorífico a 0–4° C. Como ya se ha mencionado anteriormente es fundamental asegurar una circulación suficiente en el tanque de cultivo a fin de mantener esos quistes en suspensión. Dado que los quistes decapsulados son considerablemente más pequeños que los nauplios recíen eclosionados, es por 10 que esos quistes pueden ser empleados en la alimentación de algunos estados larvales previos de ciertos predadores: ej. los quistes decapsulados de la cepa San Francisco Bay (CA-USA) tienen un diámetro medio de solo 210 micras mientras que los nauplios tienen una talla de 428 decapsulados es aproximadamente 50% más pequeño que el de los nauplios.

Los quistes decapsulados e hidratados pueden ser incubados bajo condiciones óptimas de eclosión para la producción de nauplios (ver apartado 5.1.1.). En este tipo de eclosión, la separación de las cáscaras ya no es necesaria; con lo que los nauplios son filtrados, lavados y ofrecidos a las larvas de los predadores.

Los quistes dehidratados pueden ser conservados durante aproximadamente, una semana entre 0–4 C sin disminución de la eficiencia de eclosión. Con ello es posible decapsular la cantidad de quistes necesaria para una semana y dividirla en porciones que se conservanán en el frigorífico entre 0–4 C.

5.2.2.5. Deshidratación y conservación

Como terminación de las técnicas de desactivación y lavado, los quistes decapsulados, que van a ser conservados durante más de una semana, deben ser deshidratados, para ello los quistes son recogidos sobre una malla de 120 micras y posteriormente son transferidos a una solución de salmuera saturada a una densidad de 1 g de quistes (secos)/10 ml. Dado que con su puesta en salmuera los quistes hidratados liberan agua, la salmuera deberá ser renovada tras una o dos horas, o bien se deberá añadir más sal a la solución.

La preparación de la salmuera se puede hacer automaticamente con el uso de una variante modificada del “Brinomat Sterling” como la descrita esquematicamente en el Apéndice 6. Con este simple aparato se produce continua y automáticamente salmuera saturada, y al mismo tiempo filtrada, por medio de un flujo de agua dulce por gravedad a través de varias capas compactas de sal bruta.

Durante una noche de deshidratación (o durante un minimo de 3 horas a la temperatura ambiente de la sal) los quistes habrán liberado el 80% de su contenido acuoso celular y al suspender la aireación los quistes decapsulados, con su forma actual de granos de café, sedimentarán. Los quistes serán recogidos sobre una malla de 120 micras y colocados, en recipientes de plástico, llenos de salmuera reciente para su conservación en frigoríficos o congeladores.

Ya que el contenido hidrico de los quistes conservados en salmuera de NaCl saturada (aproximadamente 330 g de NaCl/1) es del 16–20%; la eclosión máxima de estos quistes está garantizada únicamente durante un período de algunos meses. Para una conservación de larga duración, el contenido de agua en los quistes debe ser inferior al 10% lo que se logra con una salmuera de MgCl₂(1670 g MgCl₂. 6H₂O/1 agua dulce).

Antes de usarse, bien como alimento o para su eclosión, los quistes deshidratados y decapsulados serán filtrados sobre una malla de 120 micras y lavados con agua dulce para eliminar la salmuera. El resto de las operaciones son las anteriormente descritas en la sección 5.1.4.

Dado que la capacidad de eclosión de los quistes disminuye cuando son expuestos a radiaciones UV, es aconsejable realizar la decapsulación y conservar los quistes decapsulados, alejados de la luz solar directa.

5.2.2.6. Automatización

La rutina de la decapsulación, especialmente cuando se deben tratar grandes cantidades de quistes, se ve facilitada con el empleo de un recipiente especial de decapsulación (ver Fig. 24). Durante todo el proceso, los quistes son mantenidos en suspensión en un recipiente cilindrocónico de acero inoxidable, el cual es pasado sucesivamente, como se muestra en la Fig. 25, de un baño a otro: hidratación con agua dulce, decapsulación con hipoclorito, desactivación, lavado con agua dulce y finalmente deshidratación en salmuera.

Durante la decapsulación, el hipoclorito se mantendrá a una temperatura inferior a 35°C por circulación continua de algún elemento refrigerante. Para conseguir una circulación óptima, tanto de los quistes dentro del recipiente como del intercambio de la solución interna con el medio externo, el tanque está equipado con dos sistemas de aireación diferentes: el primero es un tubo llevado hasta el fondo de la base cónica del recipiente, el segundo es un tubo perforado colocado en la parte más baja de la porción cilindrica del tanque que actua como collar de aireación.

El recipiente prototipo de 10 l que se muestra en la Fig. 24 está dimensionado para tratar 1 kg de quistes.

Figura 24. Esquemas de un recipiente de decapsulación (según Bruggeman et al., 1980)

Figura 25. Esquema de las estapas sucesivas de la decapsulación usando un recipiente cilindrocónico (según Bruggeman et al., 1980)

5.2.3. Ventajas de la decapsulación

La utilización de quistes decapsulados no solo elimina los problemas de separación de los nauplios, sino que existe otra serie de ventajas que recomiendan la aplicación de la técnica de decapsulación:

• Desinfección de los quistes con el tratamiento de hipoclorito.
• Ingestión y digestión de los quistes decapsulados por las larvas de peces y crustáceos aunque no hayan eclosionado.

Los quistes decapsulados parecen ser una buena fuente alimenticia para algunas especies de peces marinos y de agua dulce así como de crustáceos (ver revisión en Léger et al., 1986). Uno de los mayores obstáculos para esta última aplicación es que con la eliminación del corion, que le da flotabilidad, los quistes decapsulados tienen tendencia a sedimentar; ello obliga a necesitar una aireación suplementaria, por ej. con “air-water-lifts”, para mantener en suspensión el alimento en la columna de agua.

Para la mayoría de las cepas, tanto el porcentaje de eclosión como el peso seco individual de los nauplios aumenta significativamente cuando los quistes han sido decapsulados (ver Tabla XI). Queda claro en esta Tabla que en función de la cepa de Artemia empleada, la utilización de la técnica de decapsulación puede llevar a un ahorro sustancial de la cantidad de quistes necesarios para los cultivos.

TABLA XI

Mejoras en las características de eclosión (en porcentaje de cambio) por efecto de la decapsulación (datos recopilados de Vanhaecke y Sorgeloos, 1983 y Bruggeman et al., 1980)

Figura 26. Esquema de los requisitos que deben cumplir los organismos acuáticos usados como alimento en acuicultura (según Léger et al., 1986b)

5.3. Evaluación de la calidad de los quistes de Artemia para su uso en centros acuícolas de puesta inducida (“hatcheries”)

La evaluación de la calidad de la Artemia como alimento para larvas de peces y crustáceos debe ser considerada como la medida o el grado de amplitud en que la Artemia cubre los requerimientos que debe tener un organismo alimenticio ideal Los organismos acuáticos usados como alimento deben cubrir tanto las necesidades del cultivador, como del predador. (Figura 26, ver revisión en Léger et al., 1986b).

Desde el punto de vista del cultivador, un organismo de alimento ideal, estará caracterizado por una disponibilidad segura, métodos sencillos para su obtención y por su euriplasticidad y versatilidad en el uso. La Artemia cubre ampliamente todos estos requerimientos, ya que los nauplios son fáciles de obtener a partir de quistes secos, que se encuentran disponibles en cualquier parte del mundo. Por otra parte, los nauplios de Artemia son muy tolerantes a diversas condiciones de cultivo, resistiendo incluso manejos bruscos, pueden ser desinfectados, pueden crecer a un mayor tamaño y ser usados como transportadores de sustancias que, de otra forma, serian dificiles de administrar a las larvas del predador. La única desventaja, a este respecto, es la variabilidad de la calidad de eclosión que se ha advertido entre cepas diferentes y entre lotes de quistes.

Para el predador un organismo de alimentación debe tener unos requerimientos físicos y nutricionales. Fisicamente los nauplios de Artemia cumplen el requisito, al estar libres de sustancias extrañas y enfermedades (tras las técnicas de separación y desinfección). La aceptabilidad de los nauplios por el predador está facilitada por su buena perceptabilidad, su fácil captura y palatabilidad, aunque en algunos casos, puede estar dificultada su ingestibilidad a causa de su tamaño. La talla de un organismo de alimentación determina el momento en el desarrollo larvario del predador en el cual se le puede ofrecer como presa. La longitud naupliar es relativamente grande (igual o superior a 428 micras habiendose encontrado considerables diferencias de una cepa a otra (ver más adelante). Alimentar con una cepa de Artemia de tamaño excesivo puede explicar, en primera instancia, un pobre crecimiento e incluso mortalidades debidas a la inanición a que se ve sometida la larva del predador al no ser capaz de ingerir su presa.

Figura 27. Exitos obtenidos en el cultivo de varios animales marinos y de agua dulce alimentados con nauplios de Artemia procedentes de diversos orígenes geográficos (resultados de supervivencia y crecimiento, Estudio Internacional de Artemia, en Léger et al., 1986b)

^aespecies en proceso de metamorfosis

^bespecies fuera del proceso de metamorfosis

Desde el punto de vista nutricional, la Artemia tiene una digestibilidad elevada y parece cubrir la mayoria de los requerimientos en macro y micronutrientes de las larvas de los peces marinos y de agua dulce, así como de los crustáceos Sin embargo, a causa de la diversidad existente entre las diferentes cepas comerciales de Artemia, se ha detectado una gran variabilidad del valor nutritivo. Tanto los biológos de los centros de puesta inducida, como algunos articulos cientificos proclaman que el éxito del cultivo variará considerablemente en función del origen de la Artemia y de las especies cultivadas. Con el fín de verificar y explicar estas variaciones en la calidad nutritiva entre la Artemia de diferentes origenes, se inició en 1978 un Estudio Internacional sobre Artemia (ISA, ver más detalles en Sorgeloos, 1980) dirigido a la caracterización de las cepas comerciales Hasta la fecha, nueve cepas (San Francisco Bay, USA, San Pablo Bay, USA, Margherita di Savoia, Italia, Great Salt Lake, USA, Macau, Brasil, Shark Bay, Australia, Lavalduc, Francia, Tientsin, República Popular de China, Chaplin Lake, Canada) y una de Referencia (Quistes de Referencia de Artemia, RAC, Sorgeloos, 1981) han sido evaluadas como fuente alimenticia para diversos predadores (crustáceos: Rhithropanopeus harrisi, Cancer irroratus, Mysidiopsis bahia; peces: Menidia menidia, Pseudopleuronectes americanus, americanus, Cyprinodon varieqatus, Cyprinus carpio).

Habiendose confirmado considerables diferencias en el valor nutritivo entre las diversas cepas y los diferentes predadores (ver Figura 27). Análisis quimícos y bioquímicos de la Artemia de diferentes orígenes (Olney et al., 1980; Seidel et al., 1980, 1982; Soejima et al., 1980; Léger et al., 1985b) muestran que un solo factor, como es la presencia de ácidos grasos altamente insaturados (HUFA), podría claramente explicar los pobres resultados logrados en el cultivo de diversas especies de peces y crustáceos (Léger et al., 1985b, 1986a, b). Esto confirma la hipótesis de Watanabe et al. (1978) sobre que la presencia de ácidos grasos esenciales es el factor principal del valor alimenticio de la Artemia. Unos niveles bajos del HUFA 20:5 w3 producen una pobre supervivencia y un crecimiento débil en todas las especies de peces marinos y de larvas de crustáceos ensayados.

El contenido en 20:5 w3 de la Artemia parece variar no solo de una cepa a otra, sino tambien de una cosecha a otra, dentro de la misma cepa (Watanabe et al., 1978, 1980; Léger et al., 1986a). Se ha demostrado que las condiciones del alimento determinan, en gran medida, el perfil en ácidos grasos de las puestas de Artemia. La manipulación de las condiciones alimenticias, con el fin de aumentar los niveles de HUFA en las puestas de Artemia, está restringida a pequeños sistemas, ej. estanques intensivos y cultivos en tanques (Vos et al., 1984; Lavens et al., 1986b). Los niveles de HUFA en los quistes de Artemia producidos en lagos y grandes estanques (ej. todas las instalaciones comerciales) están totalmente determinados por la naturaleza. Los descubrimientos recientes sobre la mejora del valor, alimenticio de quistes, con una calidad nutricionalmente inferior, son, sin embargo, alentadores (ver 5.3.5.).

Aunque la contaminación de la Artemia con hidrocarburos clorados (ej. pesticidas, herbicidas, plasticidas, etc.) y con metales pesados no podría explicar la mortalidad de animales de experimentación se debe tener una precaución especial con la Artemia producida en paises en desarrollo donde la contaminación ambiental es, generalmente, poco controlada. Como consecuencia de ello, la Artemia producida en esos paises puede estar mucho más contaminada que la procedente de lugares estudiados por el ISA. El efecto de alimentar con nauplios contaminados puede no ser detectado hasta la aparición repentina de sintomas anormales o de mortalidad. Durante perídos de “stress” (ej. consumo de lipidos durante la fase de adaptación a dietas artificiales), o en general en condiciones de inanición, una sensibilidad creciente y la mortalidad larvaria en los organismos predadores, pueden ser la expresión de la toxicidad de la Artemia administrada como alimento.

De lo anterior queda claro, que la evaluación de la calidad de los quistes de Artemia que van a ser usados como alimento an los centros acuícolas de reproducción controlada, deberá incluir la determinación de la calidad de eclosión de los quistes, las biometrías de quistes y nauplios, un análisis del perfil de ácidos grasos de los nauplios y eventualmente una prueba de bicensayo.

5.3.1. Calidad de eclosión de los quistes de Artemia

La calidad de eclosión de los quistes de Artamia se determina por varias características (para metodología ver Apéndice 1).

5.3.1.1. Percentaje de eclosión:

Este es el número de nauplios producidos por 100 quistes. Este criterio implica ciertas restricciones, ya que no tiene en cuenta las impurezas del material original, tales como quistes vacíos, arena, plumas, cristales de sal, insectos, etc.

5.3.1.2. Eficiencia de eclosión:

Este es el número de nauplios producidos por gramo de quistes (los mejores productos dan 300000 nauplios/g quistes).

Este criterio cubre la pureza de la muestra de quistes y la viabilidad de los mismos, sin embargo no tiene en cuenta la talla (peso) de los nauplios.

5.3.1.3. Biomasa de eclosión:

Esta es la biomasa naupliar (mg de peso seco) producida por gramo de quistes (los mejores productos alcanzan valores de 600 mg de nauplios/gramo quistes).

La biomasa de eclosión es el mejor criterio para la estimación del valor cuantitativo (desde el punto de vista energético de una muestra de quistes).

5.3.1.4. Tasa de eclosión:

Esta es la tasa y sincronía con la que los nauplios eclosionan (los mejores productos comienzan a eclosionar a partir de las 15 horas de incubación en agua de mar a 25°C, alcanzando el 90% de su eclosión máxima en el plazo de las 5 horas siguientes ). Los datos sobre la tasa de eclosión, permiten calcular el período de incubación óptimo para cosechar los nauplios con su máximo contenido energético (ver sección 5.1.3.).

5.3.2. Biometría de los quistes

Las dimensiones de los quistes varían considerablemente de una cepa a otra (ver Tabla XII). Sin embargo, el diámetro de los quistes no está afectado por el lugar y las condiciones bajo las que estos se produjeron. De esta forma es posible reconocer quistes de diferentes cepas en base a su diámetro (Vanhaecke y Sorgeloos, 1980a). El espesor del corion (ver Fig. 28) no está en relación directa con el diámetro de los quistes. Así, un quiste pequeño puede tener un corion relativamente espeso (ej. quistes de Great Salt Lake). El espesor del corion y la cantidad de hematina presente en él, influencian la cantidad de luz necesaria para la eclosión (ver sección 5.1.1.5.). El diámetro de los quistes puede medirse con un microscopio o con un equipo contador de partículas (“Coulter Counter”).

Figura 28. Esquema del volumen del quiste (círculo externo) y del volumen del corion (anillo negro) de diferentes cepas y lotes de Artemia (la leyenda de las abreviaciones se recoge en la Tabla XII; según Vanhaecke y Sorgeloos, 1980a)

El tamaño de los nauplios recién eclosionados (Estado I) tiene una gran importancia respecto a su uso en las hatcheries acuícolas. De hecho, para algunas especies de crustáceos y peces marinos, el tamaño del nauplio es el factor limitante que determina su validez como alimento. Los estados iniciales del desarrollo larvario de la mayoria de las especies predadoras tienen que ser cultivados a base de algas, seguido por zooplancton, natural o cultivado, con un tamaño comprendido entre 100–200 μm (ej. rotíferos), antes de poder ser alimentados con nauplios de Artemia. De este modo. el tamaño de los nauplios determina el momento en el cual se puede cambiar a una dieta de Artemia. La talla de los nauplios recién eclosionados es función de la cepa de cuistes utilizada, fluctuando entra 438 μm y 517 μm (var Figura 29).

En tanto en cuanto el tamaño naupliar no interfiera con el mecanismo de ingestion del predador, se recomienda el uso de nauplios más grandes (con un mayor peso y contenido energético individual); ya qua el predador gastará menos energia capturando un menor número de nauplios, más grandes que completen sus requerimientos energéticos. Por contra; si el tamaño naupliar es el factor limitante, se puede esperar obtener mejores resultados usando cepas de Artemia con nauplios de talla pequeña. El emplec de cepas de Artemia de tamaño excesivo puede explicar el fracaso en el cultivo de ciertos predadores que no pueden ingerir nauplios de gran talla (Smith, 1976; Beck y Bengtson, 1981).

5.3.3. Análisis de ácidos grasos de los nauplios de Artemia

El análisis del perfil en ácidos grasos implica la disponibilidad de un amplio equipo analítico que incluya un sistema de cromatografía (GLC o HPLC). El análisis de ácidos grasos se realiza, como conotras muestras biológicas (es decir, homogeneización, extracción lipídica, saponificación, esterificación e inyección en la columna) pero se debe prestar una especial atención a que solo sean analizados nauplios recién eclosionados (o eventualmente quistes decapsulados), ya que el perfil en ácidos grasos varía con la edad naupliar (si es alimentado o no). Los resultados cuantitativos se expresarán en base a peso seco.

Figura 29. Talla de nauplios pròcedentes de diferentes cepas geográficas (valores de desviación estandar entre paréntesis; ver leyenda de las abreviaciones en la Tabla XII; según Vanhaecke y Sorgeloos, 1980a)

5.3.4. Ensayos biologicos (Bioensayos)

Cuando se sospecha una inadecuación nutricional, o contaminación de los nauplios, se recomienda en primer lugar un ensayo biológico antes de utilizarlos a gran escala. Los bioensayos se pueden llevar a cabo con animales de experimentación (ej. los estudios del ISA), o con las especies que se están cultivando. En ambos casos, es esencial estandarizar las condiciones experimentales de cultivo, tales como la calidad del agua, la temperatura, la salinidad, la aireación, el fotoperiodo, el número de animales de ensayo por recipiente, las densidades naupliares y la frecuencia en la alimentación, la duración del experimento, el número de replicados, etc… Se debería siempre incluir uno o más tratamientos de raferencia, incluyendo un control positivo (ej. los quistes de referencia de Artemia) y un control sin alimentación.

5.4. Enriquecimiento de los nauplios de Artemia por medio de la bioencapsulación

Recientemente, se han desarrollado varias técnicas para el mejoramiento del valor nutritivo de Artemia por medio de la bioencapsulación de componentes esenciales, en los meta nauplios ej. ácidos grasos altamente insaturados.

Para ello, investigadores británicos, franceses, japoneses y belgas han utilizado microalgas marinas, componentes y dietas microencapsuladas, levaduras omega y emulsiones (ver revisión sobre este tema en Léger et al., 1986a). La práctica más generalizada consiste en la eclosión de los quistes, separación de los nauplios de los restos de eclosión e incubación de los mismos hasta 72 horas en una suspensión o emulsión de enriquecimiento (Watanabe et al., 1978, 1982, 1983; Robin et al., 1984, 1986; Gatesoupe, 1982; Léger et al., 1986c).

TABLA XIII

Cambios en los perfiles de w3 - HUFA en nauplios de Artemia como resultado de la bioencapsulación con distintas dietas enriquecedoras.

¹ nauplios recién eclosionados; no enriquecidos
² dietas comerciales (NV Artemia Systems SA)
³ sin datos

Hasta la actualidad, no se había prestado mucha atención a la definición de las condiciones óptimas de enriquecimiento. Sin embargo, algunos parámetros han demostrado tener un papel importante en los procesos de bioencapsulación ej. temperatura, aireación, concentración de alimento, edad naupliar, estabilidad de la dieta de enriquecimiento, etc. La finalidad es lograr el máximo nivel de enriquecimiento de los nauplios, en el menor tiempo posible, de hecho cuanto mayor sea el período de enriquecimiento, mayor será la Artemia y más tardío el estadío larval al que se le podrá ofrecer esta Artemia enriquecida.

Bajo este punto de vista, es de considerable importancia la optimizacion de los métodos de eclosion para lograr la transferencia al medio de enriquecimiento con anterioridad, o al comienzo, del segundo estadío de metanauplic. En esta fase, los animales son capaces de ingerir particulas capturadas en función de la actividad de filtración no selectiva del segundo par de antenas, produciendose asi el enriquecimiento por bioencapsulación.

La ventaja del enriquecimiento de los nauplios es, en primer lugar, la mejora en la composición nutritiva. Tras el enriquecimiento con dietas basadas en aceites de pescado, la Artemia no solo contiene niveles altos del ácido graso esencial 20:5w3(a), sino tambien niveles considerables de otro ácido graso esencial como es el 22:6w3; el cual se encuentra generalmente ausente en los nauplios (ver Tabla XIII).

Por medio de las técnicas-de bioencapsulación se pueden incorporar otros componentes pasándolos de esta forma al predador, ej. vitaminas, pigmentos, aminoácidos, profilácticos, terapéuticos (ver Fig. 30). La mejora en la composición nutritiva de las Artemias enriquecidas no se refleja únicamente en el éxito en los cultivos larvarios (ver Tabla XIV) sino que como resultado de un mejor estado fisiológico de la larva (larvas mayores y más activas) se incrementa la supervivencia y crecimiento en las fases siguientes de preengorde y engorde.

1. Corresponde a un ácido graso con 20 átomos de carbono y 5 dobles enlaces comenzando en la posición omega-3 (w3) (tercer carbono comenzando desde el grupo metilo terminal).

Figura 30. Representación esquemática de la administración de determinados componentes a las larvas del predador a traves de la bioencapsulación en Artemia (según Léger et al., 1986b)

TABLA XIV

Valor nutritivo de nauplios recién eclosionados o enriquecidos de Artemia de San Pablo Bay (similares a los de la Tabla XIII) para larvas de los crustá ceos Mysidopsis bahia y Penaeus stylirostris (según Léger et al., 1986c)