4. PROPAGACION ARTIFICIAL DE LOS PECES (continuar)

4.3 Tecnología para la propagación artificial (continuar)

4.3.5 Desarrollo e incubación de los huevos de peces

Apenas fertilizado, el huevo empieza a desarrollarse. El proceso de desarrollo es una secuencia de acontecimientos bastante complicada. Para asegurar un desarrollo adecuado y una mejor supervivencia, los huevos pasan por un período de incubación, durante el cual se mantienen en condiciones favorables para su normal desarrollo. Durante la incubación, los huevos completan su desarrollo embrional dentro de la cubierta protectora del huevo y luego nacen las larvas, rompiendo esa cubierta.

4.3.5.1 Desarrollo de los huevos de peces en general. Cuando termina el proceso de dilatación del huevo, las dos partes de la masa central están ya perfectamente formadas y son fácilmente distinguibles por su forma y su color. El polo animal se alza como un pequeño promontorio sobre la masa vitelina y adquiere una coloración amarillo oscura. Tras un breve intervalo, cuya duración depende de la temperatura del agua, comienza la segmentación del polo animal y el promontorio unicelular se divide sucesivamente en 2, 4, 8, 16 y 32 células. En esa fase presenta el aspecto de una mora (morus en latín) y por ello ese estadio se conoce con el nombre de mórula (Figura 27). Las subdivisiones sucesivas de esas células producen un blastodermo multicelular, que al principio no tiene más que una capa de células y gradualmente adquiere varias capas. Cada una de esas células se llama un “blastómero”. A medida que el número de blastómeros aumenta, su tamaño disminuye. En el estadio de mórula el embrión es muy sensible a las sacudidas y las células pueden desprenderse de la superficie, causando la muerte del embrión. Más tarde aparece entre el vitelo y la masa celular un espacio denominado cavidad de segmentación. Se dice entonces que el embrión se halla en el estadio de blástula.

Inicialmente las células del blastodermo se disponen encima del vitelo formando una especie de gorro. A medida que avanza la división celular, las células comienzan a envolver el vitelo hasta rodearlo completamente, dejando sólo en el extremo una pequeña apertura, el blastoporo, que más tarde se cierra también. Se llega así al punto de transición entre el estadio germinativo inicial y el estadio de desarrollo embrional.

La masa celular adquiere mayor espesor y se dispone en forma de diadema en el lado opuesto al blastoporo. Al mismo tiempo aparecen en ambos extremos los brotes de la cabeza y de la cola. Poco después, ambos brotes son claramente definibles y aparecen los primeros segmentos del cuerpo. En la cabeza se desarrollan los ojos (“vesículas ópticas”) y el brote de la cola empieza a crecer longitudinalmente (Figura 28). A mitad del proceso de desarrollo se forma el corazón y empieza a latir. Al mismo tiempo, en la superficie de la masa vitelina se forma un sistema capilar o un vaso sanguíneo. El embrión empieza a agitar la cola ocasionalmente y más tarde agita todo el cuerpo. Posteriormente, el embrión comienza a girar dentro del espacio perivitelino. Ese movimiento giratorio y los demás movimientos se hacen más enérgicos antes de la eclosión.

Los metabolitos del embrión contienen algunas enzimas que actúan sobre la membrana del huevo y la disuelven desde dentro, debitándola y permitiendo al embrión romperla fácilmente y salir.

El tiempo que los huevos tardan en desarrollarse varía en general según las especies (Cuadro 3) y depende además de la temperatura durante la incubación y del oxígeno de que el huevo puede disponer al principio. La escasez de oxígeno durante la segunda parte del desarrollo embrional no reducirá el ritmo de desarrollo, pero puede ser fatal para el embrión.

En aguas frías, el desarrollo del embrión y la acción de las enzimas que disuelven la cubierta del huevo se retrasan considerablemente, por lo que el embrión puede permanecer dentro del huevo durante más tiempo, en algunos casos varios días. Pero como el desarrollo del embrión no se interrumpe, las larvas que nazcan estarán más desarrolladas. Por otro lado, si las temperaturas son superiores se produce una eclosión prematura de embriones inmaduros, que la mayoría de las veces no consiguen sobrevivir. Conviene, pues, mantener en las incubadoras la temperatura óptima durante todo el período de desarrollo embrional.

Cuadro 3
Tiempo necesario para el desarrollo de los huevos de distintas especies

Es también necesario proteger los huevos contra sus enemigos, como bacterias y hongos (Saprolegnia). Las bacterias y hongos debilitan la cubierta del huevo, que pierde su solidez y se arruga, facilitando así la eclosión prematura (Figura 29). Para impedirlo basta tratar los huevos con una solución de tanino (5–8 g en 10 l de agua) durante la segunda parte de su desarrollo (Figura 30). Pero ese tratamiento puede retardar la eclosión, porque el tanino desnaturaliza la proteína de la superficie del huevo y la enzima que ha de disolver la cubierta no puede actuar. Este tratamiento, pues, se utiliza también para impedir una eclosión prematura o para retener el embrión dentro del huevo. Por otro lado, la eclosión de las larvas puede conseguirse, en caso necesario, por medios mecánicos, revolviendo con energía los huevos hasta que se rompa la cubierta. La eclosión de los huevos tratados con tanino poco antes del cierre del blastoporo no se retrasará, porque durante el desarrollo posterior de los huevos en la incubadora se desprenderá la capa de la cubierta del huevo desnaturalizada por el tanino.

4.3.5.2 Tecnología para la incubación de huevos de peces. Como el desarrollo de los huevos es un proceso rápido, especialmente si se trata de peces tropicales y subtropicales, es difícil individuar tantos estadios de desarrollo como se hallan en la trucha y el salmón. Los principales estadios apreciables son la dilatación, el desarrollo germinativo y el desarrollo embrional. Para conseguir un buen índice de supervivencia es preciso cuidar adecuadamente los huevos durante esos estadios, colocándolos en incubadoras adecuadas.

Requisitos necesarios para el desarrollo de los huevos de peces. Para desarrollarse bien, los huevos necesitan disponer continuamente de oxígeno en concentraciones elevadas. El consumo de oxígeno de los huevos es insignificante en los estadios iniciales, pero aumenta considerablemente a medida que se desarrollan.

Para desarrollarse normalmente, los huevos necesitan estar a la temperatura a la que la especie de que se trate esté adaptada en la naturaleza. Si las temperaturas son superiores o inferiores, el desarrollo de los huevos resultará afectado negativamente y todos los esfuerzos hechos resultarán vanos. Por ello, hay que tener gran cuidado de mantener el agua a la temperatura óptima durante el período de incubación.

En las piscifactorías es necesario, además, que el agua esté limpia y exenta de plancton. El agua contaminada creará considerables problemas. Los animales planctónicos, especialmente los copépodos ciclópidos, pueden destruir grandes cantidades de huevos y larvas (véase la Figura 29).

Durante su desarrollo, los huevos producen algunas sustancias perjudiciales, como CO₂ y NH₃ que, si se acumulan, pueden envenenar los huevos. Es preciso, pues, eliminarlas continuamente a medida que se producen, manteniendo el agua en flujo constante.

Los huevos de la mayoría de las especies son muy sensibles a las molestias causadas por sacudidas u otras causas mecánicas y la sensibilidad se acentúa especialmente durante los estadios de segmentación inicial y de mórula. La entrada repentina en la incubadora de una fuerte corriente de agua puede acabar en breve tiempo con todos los huevos.

Los huevos de algunas especies son muy sensibles a la luz ultravioleta y a los rayos del espectro visible. Por ello, en la mayoría de los casos es esencial incubar los huevos en lugar bien sombreado.

4.3.5.3 Aparatos para la incubación de huevos de peces. El ingenio del hombre ha ideado distintos tipos de incubadoras teniendo en cuenta las distintas necesidades de los huevos de diferentes especies de peces. El tipo de aparato de incubación que se utilice en un lugar dado dependerá, como es natural, de la naturaleza de los huevos que hayan de incubarse y de las posibilidades de disponer de uno u otro de esos aparatos. Incluso los tipos de incubadora más comunes resultan a veces difíciles de conseguir en la mayoría de los países y su costo sería prohibitivo si hubiera que pedirlos al extranjero. A menudo no hay más solución que preparar incubadoras con los materiales localmente disponibles. Esos aparatos así preparados pueden dar excelentes resultados y, en todo caso, resultarán menos costosos que los de producción industrial.

En los aparatos de incubación es preferible utilizar agua que llegue por acción de la gravedad, porque con ese sistema es menos probable que se produzcanfallos.

En las secciones siguientes se describirán varios tipos de incubadoras comúnmente utilizadas.

Incubadoras en forma de artesa. Las artesas constituyen el tipo más primitivo de incubadora. Se utilizan para la incubación de huevos de trucha. El agua entra por un extremo y sale por el otro (Figura 31). La longitud de la artesa puede variar de 1 a 3 m. Se utilizan principalmente para incubar huevos pesados, como los de salmónidos, pero pueden utilizarse también para la incubación de huevos adheridos a nidos.

La caja de incubación es mejor que la artesa. Consta de dos cajas, una dentro de la otra (Figura 31), la interior de las cuales tiene el fondo perforado o ha sido sustituido por una tela de cedazo de malla fina. El agua entra por abajo y baña los huevos, que no se mueven. Esta incubadora resulta más eficaz que la artesa para la incubación de huevos de salmónidos y de huevos adheridos a los materiales del nido.

Las artesas de incubación se emplean para los huevos de bagre de canal y pueden utilizarse también para huevos adheridos a materiales del nido o aglutinados entre sí formando una masa.

Las artesas de incubación utilizadas para el bagre de canal tienen 50 cm de anchura, 25 cm de profundidad y 2,5 m de longitud y están hechas de lámina de aluminio o de hierro (Figura 32). Pueden colocarse tabiques para separar los huevos que se hallan en distintos estadios de desarrollo. Cada sección debe tener un desagüe y una toma independiente de agua.

A través de la artesa, en su centro, se coloca un tubo o vara de 2,5 cm de diámetro, que actúa de eje giratorio sobre el cual se montan varias paletas. El eje debe tener un asiento en ambos extremos de la artesa y, de ser posible, en los tabiques. Las paletas se hacen de lámina de metal y se colocan, a intervalos, entre las cestas de tela metálica en las que se hallan las masas de huevos.

El eje se hace girar a una velocidad de 30 revoluciones por minuto mediante un motor eléctrico y una serie de correas de transmisión. Un motor de ¼ hp (1 750 rpm), con una combinación de una polea de 3–4 cm unida por una correa de transmisión a otra de 25 cm y una polea de 3–4 cm unida a otra de 30 cm, hará girar el eje a 30 rpm aproximadamente.

Las cestas en las que se colocan los huevos se suspenden con ganchos de las paredes laterales de la artesa. Tienen 7,5–8,0 cm de profundidad, están divididas en dos o cuatro compartimientos y se construyen con tela metálica de 5–6 mm de malla.

Las paletas montadas sobre el eje deben ser suficientemente largas para llegar algo más abajo del fondo de las cestas, de manera que al girar muevan el agua alrededor de los huevos en forma similar a como hace el macho cuando los huevos se incuban naturalmente. En la artesa debe entrar continuamente agua dulce bien oxigenada.

Las artesas más modernas y eficaces son las que se utilizan para la incubación de los huevos de bagre de canal. La masa de huevos aglutinados entre sí se remueve mediante paletas accionadas por un motor eléctrico o una rueda hidráulica. La agitación del agua debe ser apenas suficiente para mover la masa de huevos. Si es mayor, los huevos pueden saltar fuera de las cestas en que se hallan. El agua ha de estar bien oxigenada y todos los desechos deben eliminarse rápidamente.

Incubadoras en forma de embudo. Las incubadoras en forma de embudo, como su nombre lo indica, tienen aproximadamente la forma de un embudo (Figura 33). El modelo original es la vasija Zoug, hecha de cristal. El agua entra por el fondo, a través de un pequeño embudo cónico, y se desborda por la parte alta de la incubadora. La corriente ascendente mantiene la masa de huevos suspendida en el agua y en movimiento continuo. Para evitar salpicaduras de agua, se prolonga la incubadora con un cabezal de plástico o metal, en el que se introduce un tubo de desagüe, o con un trozo de neumático de caucho, dejando un orificio para la salida del agua. Estas incubadoras pueden hacerse también con una combinación de arcilla o plástico y lienzo o tela de cedazo. Para que el embudo mantenga la forma es preciso montarlo sobre una armadura o al menos sobre dos anillas de bambú o de metal. Para evitar que el agua entre con demasiada fuerza y pueda dañar los huevos, se coloca en el fondo un rociador o uno o dos embudos de cocina (Figuras 34 y 35).

Las vasijas Zoug (llamadas así por el lago Zoug, en Suiza, donde se utilizaron por primera vez) son de vidrio y su capacidad varía entre 6 y 16 l. Hoy día se hacen de fibra de vidrio, con capacidades que van de 40–80 l hasta 200. También se utilizan incubadoras en forma de embudo hechas de metal, pero en ese caso es necesario pintar la pared interior con una pintura neutra. Pueden utilizarse también incubadoras de metal revestidas con una lámina de plástico. Las incubadoras en forma de embudo (Figura 36) hechas de lámina de plástico tienen una capacidad de 6–8 l, si no han de ir sumergidas en agua. Las incubadoras hechas con lámina de plástico y tela de cedazo, que se colocan dentro del agua, tienen una capacidad que varía entre 15 y 100 1 (Figura 35).

El vaso de McDonald es un recipiente cilíndrico con fondo esférico (véase la Figura 33). El agua entra por un tubo que llega hasta el fondo del cilindro y en su movimiento ascendente mueve y mezcla la masa de huevos continuamente.

En las incubadoras de forma de embudo (incluidos los vasos de McDonald), los huevos, separados unos de otros, se mueven y mezclan continuamente, mientras el agua que entra aporta oxígeno suficiente y arrastra consigo todos los desechos. Es importante regular bien la entrada del agua para evitar que los huevos sufran daños.

Las incubadoras en forma de embudo son los aparatos de incubación más comúnmente utilizados. Se utilizan para huevos no adherentes de diferentes pesos específicos y para huevos adherentes cuya capa adhesiva se haya eliminado. Puede utilizarse también para huevos adheridos al material del nido. En una incubadora con 10 1 de agua, el agua debe entrar a razón de 0,2 1/min en las primeras fases de desarrollo del huevo y de 0,5–1 1/min después del cierre del blastoporo. Si los huevos se mantienen en movimiento continuo quiere decir que la entrada de agua es suficiente.

Incubadoras giratorias en forma de barril o tambor. Estas incubadoras se preparan con tela de cedazo tendida sobre una armadura metálica (Figura 37). El fondo y la tapa del tambor son de madera o metal y en esta última se abre una ventanilla para introducir los huevos y sacar las larvas.

El tambor va montado sobre un eje, alrededor del cual se le hace girar colocándolo en la corriente de un río o empleando una rueda hidráulica o un motor eléctrico. Con este aparato pueden incubarse huevos rodantes pesados, como los de esturión y mahseer.

Los barriles o tambores giratorios pueden construirse fácilmente en cualquier taller. Su ventaja principal es la facilidad con que pueden incubarse gran número de huevos, pero se encuentran algunas dificultades para manipular los huevos y extraer las larvas después de la eclosión.

Incubación en tanques con aireación. Si no se dispone de agua corriente, los huevos flotantes pueden incubarse en grandes recipientes en los que por bombeo de aire, el movimiento del agua y la oxigenación sean continuos. Las burbujas de aire remueven el agua, mantienen los huevos a flote y aportan oxígeno. En esos recipientes se colocan 300–400 huevos por litro de agua, lo que quiere decir que en 1 m³ pueden incubarse 400 000 huevos. Este tipo de incubadora se utiliza para los huevos de mújol (Mugil cephalus), manteniendo una salinidad del 32 por ciento, una temperatura de 20°C y un contenido de oxígeno de 7,0 ppm aproximadamente.

Incubación en hapas. Las hapas para incubación que generalmente miden 2×1×1 m, tienen dos cámaras concéntricas, hechas de tela de cedazo (Figura 38). Los huevos se esparcen sobre el fondo de la cámara interna cuya abertura de malla es de 2–2, 5 mm. La cámara externa se hace con mallas aún más fina, para retener las larvas, que después de la eclosión caen a ella a través de las mallas más anchas de la cámara interna. Las membranas de los huevos y los huevos muertos, en cambio, permanecen en esta última. Los hapas se colocan de ordinario en masas abiertas de agua, donde las aguas en movimiento aportan el oxígeno necesario.

Incubación en bandejas con movimiento de agua por goteo. Es posible incubar los huevos en una bandeja poco profunda (1–2 cm de agua) si sobre ella gotea agua continuamente desde una altura de 20–30 cm. El goteo debe ser suficientemente intenso para asegurar una aportación suficiente de oxígeno y eliminar los productos de desecho. Según el tamaño de los huevos, pueden incubarse 5–10 huevos en 1 cm² de superficie. Con este método pueden incubarse huevos pesados y huevos que tienden a aglutinarse entre sí, pero resulta útil sólo para la incubación experimental y no para la propagación masiva.

Incubación en cámara de rociado (cámara de aspersión). Los huevos que están adheridos a nidos y tienen un espacio perivitelino muy estrecho y una membrana suficientemente resistente, pueden incubarse en cámaras de rociado (Figura 39). Con este método, los huevos absorben oxígeno del aire, cuyo contenido en oxígeno es unas 20 veces mayor que el del agua saturada de oxígeno. Si sobre la superficie del huevo se mantiene una capa fina de agua o se mantienen los huevos apenas húmedos, el oxígeno del aire puede penetrar en ellos por difusión. Para mantener continuamente húmeda la superficie de los huevos se hace llegar sobre ellos una lluvia fina de agua a presión, utilizando un rociador. Con una presión de rociado de 0,5 a 4,5 atmósferas los huevos se mantienen constantemente húmedos. Con este método pueden incubarse los huevos de lucioperca, que forman masas densas y aglutinadas sobre los nidos, e incluso los huevos enterrados bajo otros pueden conseguir suficiente oxígeno. En cambio, si los nidos se sumergen en agua, muchos de los huevos que se hallen en el interior perecerán por falta de oxígeno. En esas cámaras, además, pueden evitarse las infecciones de Saprolegnia, porque estos y otros hongos no pueden soportar el movimiento continuo de aire. Sólo cuando los huevos están a punto de hacer eclosión se coloca el nido dentro del agua.

Para esas cámaras pueden utilizarse depósitos domésticos de agua a presión, a condición de que se disponga de agua limpia y energía eléctrica en cantidades suficientes.

4.3.5.4 Técnica china para la propagación de las carpas locales. La técnica que utilizan los agricultores chinos para la producción en masa de carpas locales es única en su género, porque utiliza exclusivamente equipo y herramientas locales. Es una técnica sencilla, que no requiere conocimientos o habilidades especiales ni gran precisión. Se necesitan, sin embargo, algunas instalaciones, como estanques separados de desove y de incubación situados cerca de los estanques de reproductores.

Estanques de desove. Se trata, en general, de tanques circulares de cemento, de 8–9 m de diámetro y 1,2–1,5 m de profundidad, con una cabida de 50–60 m³ (Figura 40). El fondo del tanque desciende ligeramente hacia el centro, de donde parte una tubería de desagüe que lleva a la cámara colectora de huevos. Las tuberías de entrada del agua están colocadas diagonalmente en la pared del tanque, para crear un movimiento circular del agua durante el período de desove. La corriente continua de agua favorece la puesta, dado que las carpas chinas desovan en los ríos.

Cada estanque de desove tiene una cámara colectora de huevos donde éstos se van acumulando automáticamente y de la que se sacan luego para trasladarlos a los estanques o aparatos de incubación. La tubería de desagüe del estanque de desove está provista de un colector para facilitar la recogida de los huevos. El aparato colector es una “manga” de 45 cm de diámetro hecho de red mosquitera (2–2,5 mm de malla), que asciende diagonalmente y termina en una caja colectora del mismo material (60×40×30 cm aproximadamente). El agua corriente que sale del estanque de desove arrastra los huevos que ya flotan hacia la cámara colectora, que se vacía de vez en cuando. Un estanque grande de desove necesita agua corriente en abundancia (hasta 200–400 l por segundo).

Estanques de incubación y eclosión. Son de forma circular (3,5–4,0 m de diámetro y l m de profundidad) y tienen una o más cámaras de incubación (Figura 41). En el centro llevan un cilindro, hecho en parte de tela de cedazo, que impide que los huevos y las larvas sean arrastrados hacia la tubería de desagüe.

En un estanque de incubación de varias cámaras, éstas son concéntricas y están separadas unas de otras por muros de cemento con ventanillas cerradas con tela de cedazo de malla fina bien tirante. La circulación del agua es muy importante en estos estanques y, para asegurarla, en el fondo del estanque van instaladas diagonalmente varias tuberías. Cuando no se dispone de agua corriente en cantidad suficiente, se utilizan ruedas de paletas: la velocidad necesaria para que los huevos se muevan en el estanque es de 0,2–0,3 m por segundo. Esa velocidad es suficiente para mantener los huevos rodando en el agua y simular el hábitat fluvial en el que la incubación y la eclosión de esos huevos tienen lugar naturalmente.

Las larvas recién nacidas se pasan a cajas con paredes de paño de red, instaladas en un estanque vecino hasta que se reabsorba la vesícula vitelina y la vejiga natatoria se llene de aire. Luego se trasladan a estanques de alevinaje bien preparados, para que crezcan allí, o se envíen a otras granjas piscícolas.

Los chinos emplean también aparatos de incubación en forma de embudo, algunos de ellos portátiles (Figura 42).

Inducción del desove. Para inducir el desove de las principales carpas chinas, los chinos utilizan gonadotrofina coriónica humana (GCH) a razón de 800–1 000 UI por kg de peso de la hembra. La hormona se inyecta en dos veces, a distancia de 8 h. La primera dosis es 10–15 por ciento mayor que la segunda (es decir, 60 por ciento en la primera dosis y 40 por ciento 8 h después). A los machos se les inyecta una sola dosis, al mismo tiempo que se administra la segunda a las hembras.

Para mantener limpio el estanque de desove, los reproductores se colocan en cajas de paño de red, donde pueden vaciar los intestinos antes del tratamiento con hormonas. La gonadotrofina coriónica humana y la corriente artificial de agua inducen el desove.

4.3.5.5 Causas de la mortalidad de los huevos durante la incubación. Si se dan las condiciones antes mencionadas (oxígeno, temperatura, eliminación de los desechos, etc.), los huevos fertilizados se desarrollan de ordinario normalmente. En la práctica, sin embargo, sucede a menudo que algunos huevos mueren tras un breve período de desarrollo, bien durante el estadio de mórula o antes del cierre del blastoporo.

Una de las causas de esas muertes puede ser la deficiencia de oxígeno en aquellas partes de los aparatos de incubación donde el recambio de agua es poco o nulo. También las temperaturas inadecuadas pueden acabar con los huevos, de ordinario durante el desarrollo embrional.

Al principio, todos los huevos parecen sanos y bien desarrollados. Más tarde, algunos se vuelven blancuzcos u opacos a causa de daños sufridos durante el desove artificial o la fertilización. La pérdida de algunos huevos es inevitable en las piscifactorías comerciales.

En el primer momento, los huevos no fertilizados no se distinguen de los fertilizados. Se dilatan del mismo modo y la polarización progresa de igual forma, pero se retrasan en la primera segmentación y el polo animal, que de ordinario aparece como un promontorio, adquiere una forma desusual, haciéndose alargado y puntiagudo. La primera segmentación es anormal y los dos blastómeros resultantes tienen forma y tamaño diferentes. Lo mismo sucede en las segmentaciones posteriores. Después del estadio de 16 o 32 blastómeros, algunas células empiezan a separarse de la masa celular y pueden apreciarse claramente en el espacio perivitelino.

También los huevos fertilizados (por ejemplo, si han sufrido trastornos mecánicos, como fricción, sacudidas, etc.) pueden tener células que se han desprendido y han pasado al espacio perivitelino. Esos huevos no sobrevivirán.

Los huevos sanos son transparentes o brillantes y su contenido es claro. Pueden distinguirse perfectamente de los huevos malogrados, que son blancuzcos, opacos y tienen el contenido turbio.

Cuando los huevos sanos llegan al estadio de cierre del blastoporo, los huevos en buen y mal estado pueden distinguirse claramente. En ese momento es cuando puede determinarse el índice de fertilización.

En el estadio de cierre del blastoporo, o más tarde, el índice de fertilización se calcula como sigue: se toma un tubo de vidrio de 30 cm de longitud y de un diámetro 30–50 por ciento mayor que el diámetro de los huevos en cuestión. Si el diámetro de los huevos es de 3,5–4,5 mm (por ejemplo, carpas chinas y carpas indias), se utiliza un tubo de 5,0–5,5 mm de diámetro. Se introduce el tubo en la masa de huevos, obturando la parte superior con el pulgar. Al alzar el pulgar, el tubo se llenará de huevos. El índice de fertilización se calcula contando los huevos en buen y en mal estado que se hallan dentro del tubo. Para obtener datos fidedignos es preciso tomar muestras del fondo, el centro y la superficie de la masa de huevos.

Normalmente, la membrana del huevo protege al germen y al embrión durante su desarrollo. Sin embargo, algunos embriones pueden morir debido a ataques de bacterias, hongos (Saprolegnia) y crustáceos carnívoros (Cyclops) o a depredación de larvas de insectos u otros animales (Figura 29). Todos estos organismos atacan los huevos desde el exterior y destruyen la cubierta. Si el agua en que se incuban los huevos contiene mucha materia orgánica en disolución, las bacterias proliferan activamente entre los huevos. Con sus enzimas atacan la cubierta proteinacea del huevo, que pierde su solidez, y el embrión muere o nace prematuramente. Las esporas microscópicas de los hongos acuáticos, como Saprolegnia, se encuentran en todas partes. Se fijan sobre los huevos maleados o ya muertos y se desarrollan con rapidez, atacando a continuación a los huevos sanos, que quedan enredados en los densos filamentos de los hongos. Los huevos infectados se adhieren unos a otros y terminan por morir.

Los ciclópidos dañan la membrana del huevo raspándola con las púas de sus patas, mientras las larvas de insectos, como los quironómidos, muerden la membrana con la mandíbula y destruyen los huevos.

4.3.5.6 Tratamiento de los huevos durante la incubación. Los crustáceos y larvas de insectos pueden eliminarse por filtración o con un tratamiento a base de esteres orgánicos de ácido fosfórico en concentraciones de 1 ppm.

Los ataques de bacterias sólo pueden evitarse utilizando agua limpia en la piscifactoría.

Los huevos maleados constituyen un medio excelente de cultivo para los hongos, especialmente Saprolegnia. Contra las infecciones de hongos se usa de ordinario verde de malaquita. Los huevos infectados se tratan una vez al día. Si la infección tiene carácter limitado, el tratamiento se hace directamente en la incubadora (vasija, embudo o artesa) introduciendo una solución de 5 ppm de verde de malaquita y dejándola durante 30–60 min.

Para el tratamiento a gran escala, en cambio, se añade verde de malaquita en pequeñas cantidades en un tanque común, hasta obtener una solución de 0,1–0,2 ppm y luego se hace llegar esa agua a todas las incubadoras conectadas con el tanque. Con este método, sin embargo, resulta difícil controlar la concentración de la solución. Sólo con mucha práctica se puede llegar a determinar el nivel adecuado de concentración por el color (azul claro) del agua. Hay que tener mucho cuidado con la concentración, porque si es demasiado elevada resulta tóxica para las larvas de los peces.

Contra las infecciones de hongos se utiliza también un tratamiento con formalina, pero este método exige gran precisión y cuidado.

En ambientes tropicales y subtropicales, un solo tratamiento con tanino se ha demostrado muy eficaz contra las infecciones de hongos. Para ello se utiliza una solución recién preparada de 5–8 g de tanino en 10 l de agua. En una incubadora de 30–50 l de capacidad se vierten 1 o 2 l de esa solución apenas preparada, mediante la tubería de entrada del agua o a través de un embudo de cocina con un tubo que llegue al fondo de la incubadora, procediendo a interrumpir la entrada de agua antes de introducir la solución (Figura 30). Luego se remueve suavemente la mezcla durante 10–20 s y a continuación se reanuda la entrada de agua. De esa manera, el agua misma se encargará de eliminar la solución de tanino.

Los huevos de peces con breve período de incubación no están tan expuestos a los ataques de hongos, porque se desarrollan con mayor rapidez que estos.

Huevo fertilizado dilatado	Primera segmentación	Estadio tetracelular
Mórula (fase inicial)	Mórula (fase posterior)	Blástula
Gástrula	Cierre del blastoporo

Figura 27 Desarrollo del huevo fertilizado

Desarrollo de los brotes de la cola y la cabeza
	Larva recién nacida
Huevo listo para la eclosión	Larva de dos días
	Larva de tres días
	Larva capaz de alimentarse
Alevín

Figura 28 Desarrollo del embrión y la larva

A) Embrión atacado por bacterias
	B) Huevo y embrión atacados por hongos (Saprolegnia)
C) Huevo atacado por Cyclops

Figura 29 Enemigos del huevo durante su desarrollo

Figura 30 Tratamiento de los huevos de peces con tanino contra hongos y bacterias

A) Artesa

B) Caja de modelo California para huevos de salmónidos

Figura 31 Artesa y caja para la incubación de huevos pesados y la cría de larvas

Figura 32 Artesa para la incubación de huevos de bagre de canal o de otros peces de huevos adherentes

Figura 33 Aparatos de incubación en forma de embudo

Figura 34 Embudo de plástico para la incubación de huevos de carpa común

Figura 35 Incubación de huevos muy delicados de tipo flotante

Figura 36 Fabricación de una incubadora de tela de cedazo y plástico (en forma de embudo) para huevos flotantes

Figura 37 Incubadora giratoria en forma de tambor

A) Hapa para desove

B) Hapa para incubación

Figura 38 Hapas para desove e incubación utilizados en la India

Figura 39 Cámara de rociado para la incubación de huevos duros adheridos a los nidos

Figura 40 Esquema de un estanque circular de desove utilizado en China (dimensiones en centímetros)

Figura 41 Esquema de un estanque de incubación dividido en tres cámaras (dimensiones en centímetros)

Figura 42 Esquema de una vasija de incubación portátil utilizada en China (dimensiones en centímetros)

4.3.6 Tecnología para la cría de larvas

4.3.6.1 Eclosión natural de los huevos de peces. Cuando dentro del huevo el embrión se ha desarrollado hasta convertirse en una larva, sale al exterior rompiendo la membrana del huevo. Aunque la rotura de la membrana del huevo es un proceso mecánico, resulta facilitado por el debilitamiento de la membrana causado, desde el interior, por algunas enzimas. La eclosión no se produce en un momento determinado de antemano. Puede acelerarse o retardarse considerablemente. La temperatura del agua de la incubadora influye en el desarrollo y eclosión de los huevos. Tanto el desarrollo como la eclosión proceden más rápidamente en aguas cálidas, porque el metabolismo se acelera y la producción de la enzima que disuelve el material que forma la membrana del huevo es más rápida. Si el agua de la incubadora está demasiado caliente, la falta de sincronización entre el desarrollo del embrión y la producción de enzimas puede dar lugar a una eclosión prematura, con el nacimiento de larvas débiles.

El agua fría retarda tanto el desarrollo del embrión como la producción de la enzima, pero más esta última. En aguas demasiado frías (siempre que el embrión pueda soportarlas), el embrión, aunque “ya maduro para la eclosión”, no puede salir del huevo a causa del retraso en la producción de la enzima disolvente. La larva sigue desarrollándose dentro del huevo y nacerá sólo cuando la temperatura vuelva a ser adecuada, pero nacerá más desarrollada. La eclosión de las larvas del lucio, lucioperca, carpa común y otros varios peces puede retardarse colocando en agua a temperatura más baja los huevos cuando están casi totalmente desarrollados.

4.3.6.2 Técnica para acelerar la eclosión. Puede conseguirse una eclosión rápida de los huevos aplicando una enzima proteolítica alcalina, que se utiliza en las lavanderías para la limpieza biológica de manchas orgánicas en materiales textiles. Esta enzima actúa sobre la membrana del huevo y la disuelve. Para conseguir ese resultado, se deslíen 0,4–0,5 g de esa enzima en 200–500 cm³ de agua por cada litro (en volumen) de huevos, se interrumpe la entrada de agua en la incubadora y, después de sacar parte del agua que contiene, se vierte la solución preparada y se mezcla bien, a mano, con el resto del agua. Las membranas de los huevos empezarán a desaparecer a los 3–5 min y en ese momento hay que restablecer la entrada de agua, para que arrastre los restos de las membranas disueltas y los huevos malogrados. A continuación pueden extraerse las larvas con un sifón o dejar que sean arrastradas por el agua hasta el aparato de cría de larvas (Figura 43a). Conviene señalar que incluso en concentraciones 10 veces mayores que la indicada la enzima mencionada es inocua para las larvas.

4.3.6.3 Separación de las larvas y las membranas de huevos, los huevos muertos y otros desechos. Las larvas que nadan activamente pueden separarse dejándolas que salgan por sus propios medios de la incubadora (Figura 43b). Las larvas recién nacidas nadan verticalmente hacia la superficie del agua y, si a esa altura se encuentra un tubo de desagüe, serán arrastradas por el agua que sale y se acumularán directamente en el aparato de cría de larvas o en un colector, del que podrán luego trasladarse al mencionado aparato. Esta técnica funciona bien en la práctica, aunque, si la corriente de agua es fuerte, algunas membranas flotantes y parte de los huevos malogrados serán arrastrados junto con las larvas vivas.

Las larvas poco activas, como las de carpa común, pueden separarse de las membranas disueltas y de los huevos muertos por medios químicos, empleando una enzima proteolítica alcalina para disolver las membranas y los huevos malogrados, como se ha descrito en la sección anterior.

Las larvas que no nadan pero agitan la cola continuamente acabarán por acumularse en un ángulo del aparato de incubación (incubadoras en forma de caja o de artesa), de donde podrán extraerse con un sifón.

Si se trata de larvas pesadas, las membranas y los huevos muertos, que son más ligeros, se acumularán por separado en la incubadora, y las larvas podrán extraerse fácilmente con un sifón.

En la hapa de incubación la separación se produce automáticamente. Sólo las larvas pasan a la cámara externa, dejando tras sí, en la cámara interna, las membranas y los huevos muertos. Apenas la eclosión ha terminado, basta retirar la cámara interna.

Aunque la separación de las larvas vivas y los desechos orgánicos es a menudo una labor fastidiosa, es inevitable para impedir infecciones de bacterias y hongos.

4.3.6.4 Comportamiento de las larvas recién nacidas. El comportamiento de las larvas recién nacidas puede variar segun la especie (Figura 44). Algunas larvas nadan verticalmente hacia la superficie y luego caen hacia el fondo. Este es el comportamiento más común entre las larvas de varios peces, como las carpas chinas, las carpas indias, los desovadores fluviales de América del sur, el lucioperca, el mújol, los coregónidos, etc.

Después de nadar por algún tiempo, ciertas larvas se adhieren a diversos objetos mediante una sustancia adhesiva segregada por una glándula que se halla en el extremo de la cabeza. A este grupo pertenecen las larvas de brema, tenca, Aspius, lucio y algunos ciprínidos, como la carpa común.

Otro grupo de larvas “adherentes o colgantes” mantienen las colas en movimiento continuamente. Las larvas del siluro pertenecen a este grupo.

Otras yacen sobre el fondo, bien sobre el costado o “panza abajo”, y algunas de ellas se mueven ocasional o continuamente. A este grupo pertenecen las larvas de salmónidos, cíclidos, etc.

El comportamiento de las larvas puede variar durante su desarrollo. Algunas de las que suelen nadar verticalmente pueden yacer sobre el fondo sin moverse, mientras otras pueden empezar a moverse enérgicamente o a saltar de un lado para otro. Las técnicas de cría de larvas han de tener en cuenta las formas de comportamiento de los distintos tipos de larvas de peces.

4.3.6.5 Proceso de desarrollo de las larvas. Las larvas recién nacidas son muy distintas de los peces adultos. No tienen boca, tubo digestivo, ano, agallas ni vejiga natatoria, por mencionar sólo los órganos más importantes. La vesícula vitelina les facilita el material y la energía que necesitan para crecer y desarrollarse. El vitelo es un alimento de reserva de excelente calidad que les ha sido “donado” por su madre.

El tamaño de la vesícula vitelina y la cantidad de alimentos de reserva varían de un pez a otro y constituyen una prueba de la importancia de los cuidados paternales pasivos. Las larvas con vesículas vitelinas mayores pueden sobrevivir más tiempo sin alimentos exteriores.

La boca y el tubo digestivo se desarrollan a medida que va disminuyendo progresivamente la vesícula vitelina. El tiempo que las larvas tardan en poder utilizar alimentos exteriores varía según la especie y depende del tamaño de su vesícula vitelina. Puede ser sólo un día, para algunas, y tres o cuatro días, o más, para otras. Estas últimas tienen mayores posibilidades de sobrevivir, ya que disponen de más tiempo para buscar alimentos exteriores y entre tanto viven de la reserva de alimentos acumulada en la vesícula vitelina.

Las larvas de peces no tienen agallas, excepto algunas que presentan primitivas agallas exteriores en forma de tubo, como las de Misgurnus fossilis, Cobitis taenia, etc. El conducto de Cuvier ampliado o un sistema capilar epitelial que recubre la vesícula vitelina sirven de órgano respiratorio. El proceso de respiración, durante el cual el cuerpo de la larva absorbe el oxígeno disuelto en el agua, se realiza por difusión. Si la concentración de oxígeno en el agua se reduce a un nivel bajo por falta de recambio de agua o por la concentración de muchas larvas en un espacio reducido, el oxígeno disponible resulta insuficiente y las larvas se van debilitando progresivamente, sin que puedan recuperarse al mejorar el nivel de oxígeno. La mayoría de los casos de muertes de larvas en las piscifactorías se deben a deficiencia de oxígeno (por ejemplo, en los ángulos de las cajas de cría, donde puede haber insuficiencia de oxígeno aunque el agua penetre continuamente en la caja).

Para impedir la deficiencia de oxígeno y la consiguiente muerte de larvas no conviene utilizar cajas de cría para las larvas que yacen sobre el fondo o realizan sólo movimientos limitados. Para esas larvas es mejor emplear aparatos grandes en forma de embudo, en los que la corriente que forma el agua al entrar no les permite depositarse sobre el fondo y las mantiene en movimiento continuo, con lo que se asegura oxígeno suficiente para todas ellas. Con este aparato la supervivencia de las larvas llega al 95–100 por ciento.

Las agallas empiezan a formarse durante el desarrollo larval y van encargándose gradualmente de la función respiratoria.

En los estadios iniciales, las larvas no tienen ningún órgano regulador del peso específico, como la vejiga natatoria, y, por tanto, no pueden nadar como los peces adultos. Al final de la primera fase de desarrollo larval, cuando se han desarrollado la boca, el tubo digestivo y la vejiga natatoria, la larva sube frecuentemente a la superficie en busca de aire. Llegada allí, llena la vejiga natatoria y consigue un ajuste hidrostático completo: ya puede nadar como los peces adultos.

Las larvas de peces no tienen aletas pares, pero disponen de una aleta extra a lo largo de la parte posterior del cuerpo. Pueden tener también algún órgano específicamente larval, como la glándula de la cabeza que segrega una sustancia adhesiva (por ejemplo, carpa común, siluro, lucio, etc.).

La mayoría de las larvas de peces no tienen pigmentación o la tienen muy escasa y, por tanto, no tienen ninguna protección contra los rayos ultravioleta emitidos por el sol. Se han observado casos de muertes de larvas por radiación solar en lucio (Stizostedion lucioperca) y cachama (Colossoma occulus) y seguramente esas radiaciones son perjudiciales también para otras larvas sin pigmentación.

El momento en que la vejiga natatoria se llena de aire es un instante crucial en la vida de la larva de un pez. Al poco tiempo la larva empieza a buscar alimentos en el exterior, aunque tenga todavía un 20–30 por ciento de la vesícula vitelina. La presencia del vitelo en esta fase sirve para asegurar la supervivencia, ya que, por algún tiempo, a las larvas les resulta aún difícil encontrar en el exterior alimentos adecuados.

Las larvas que aún no han llenado de aire la vejiga natatoria suelen llamarse “larvas vesiculadas” y a partir de ese momento se las conoce como “larvas capaces de alimentarse”. Muchos piscicultores, sin embargo, no utilizan el nombre de larva a partir del momento en que éstas utilizan su vejiga natatoria y prefieren llamarlas “prealevines”.

4.3.6.6 Requisitos necesarios para el desarrollo de las larvas de peces. Para desarrollarse hasta la fase en que llenan de aire su vejiga natatoria, las larvas tienen exigencias propias, que son esencialmente diferentes de las de los huevos.

Las larvas de peces necesitan un ambiente rico en oxígeno (de ser posible, saturado de oxígeno). Así sucede, sobre todo, con las larvas pasivas. Muchas larvas de peces que nadan enérgicamente los primeros días después de la eclosión yacen luego en el fondo y se vuelven pasivas, cuando empiezan a desarrollarse sus órganos principales (boca, ojos, tubo digestivo, vejiga natatoria, ano, agallas, etc.). Las larvas activas, que nadan continuamente o agitan la cola sin cesar, remueven el agua alrededor de su cuerpo y, si la entrada de agua es suficiente, no experimentarán deficiencia de oxígeno. Esas larvas pueden criarse fácilmente en cajas flotantes o cajas de cría.

Las larvas, como los huevos, necesitan para desarrollarse bien una temperatura adecuada. Los cambios rápidos de temperatura pueden perjudicarles aunque hay que decir que los resultados de los experimentos hechos en este campo son contradictorios. De todas maneras, es preferible evitar fluctuaciones importantes de temperatura durante la fase larval. El cambio continuo del agua asegura la eliminación automática de los materiales de desecho producidos por las larvas. Es necesario además separar las larvas recién nacidas de las membranas de huevos y los huevos muertos, que favorecen la proliferación de bacterias y hongos.

4.3.6.7 Técnicas para la cría de larvas. En las instalaciones comerciales modernas de cría de larvas se utilizan aparatos de cría de tres tipos diversos: en forma de embudo, en forma de caja, y sin recambio de agua (Figura 45). En los dos primeros hay un sistema de flujo continuo de agua; en el tercero no lo hay, pero puede haber un sistema de aireación. Todos ellos han de colocarse a la sombra, para evitar la exposición directa a los rayos solares.

Aparatos en forma de embudo. Para la cría de larvas se utilizan con buenos resultados aparatos en forma de embudo de distintos tamaños y tipos. Si el agua sale del aparato demasiado rápidamente, las larvas serán arrastradas contra la tela de cedazo que filtra el agua que sale y morirán aplastadas. Por ello, la superficie a través de la cual se filtra el agua que sale del aparato debe ser suficientemente grande para que el agua pase fácilmente sin causar daños a las larvas. El aparato mejor y más fácil de emplear es el embudo sumergido (Figura 45), que es suficientemente grande para contener varios millares de larvas. En la Figura 46 puede verse cómo se construye un aparato de ese tipo.

Las vasijas de cría hechas de fibra de vidrio (véase la Figura 45) funcionan bien si la tela de cedazo que sirve de filtro es suficientemente ancha y está bien montada (de ordinario se pega con una cola a prueba de agua). En todo caso, la malla de la tela de cedazo debe estar en consonancia con la talla de las larvas. Si es demasiado pequeña, se obturará fácilmente con los restos y no funcionará bien. Si es demasiado grande, las larvas arrastradas por la corriente pueden resultar dañadas e incluso escapar.

En general, para las larvas de carpa común, ciprínidos europeos, carpas chinas e indias y desovadores fluviales del Orinoco y del Amazonas, se utiliza tela de cedazo de 300–400 micras de malla.

Es aconsejable utilizar estos aparatos para las larvas que yacen en el fondo. El suministro de agua ha de ser de 0,5–1,0 1/min por cada 10 1 de volumen del aparato.

Aparatos en forma de caja. Anteriormente eran estos los únicos aparatos empleados para la cría de larvas y se construían de distintos tamaños y tipos. Se trataba sencillamente de cajas hechas de tela de cedazo de malla adecuada (300–600 micras), según el tamaño de las larvas, montadas sobre una armadura de metal o de hierro e instaladas en un tanque. Se utilizaban también cajas flotantes hechas totalmente de tela de cedazo de malla similar, y cajas o tambores (flotantes o fijos) con paredes laterales de plástico o lienzo y fondo de tela de cedazo (Figura 45).

Cada caja ha de tener su propia toma de agua corriente. Estos aparatos necesitan agua en cantidades considerablemente mayores que los aparatos en forma de embudo. Para una caja de 60 × 40 × 30 cm se requieren de cinco a ocho litros de agua por minuto. No se utilizan cajas mayores, porque son difíciles de manejar. En la actualidad estas cajas se emplean solamente para las larvas de bagre, lucio, etc., que nadan activamente.

Aparatos sin recambio de agua. Son artefactos en forma de barril o tambor dotados de un sistema de aireación para asegurar el suministro de oxígeno, dado que no pasa por ellos agua corriente (Figura 45). En esos aparatos pueden ponerse pocas larvas (10–50 por 1) y se utilizan generalmente para la cría de larvas de mújol.

Otro aparato en el que no hay recambio de agua es la cámara exterior del hapa de incubación una vez retirada la cámara interna. Estos hapas suelen colocarse en estanques y no tienen sistema de aireación. Los resultados son con frecuencia malos, debido a la elevada mortalidad por falta de oxígeno o por enfermedades causadas por hongos o bacterias.

4.3.6.8 Enemigos de las larvas de peces. Diversos macropredatores y micropredatores causan daños importantes a las larvas. Los principales micropredatores son los ciclópidos carnívoros, que cabalgan sobre las larvas y rasgan su fina piel o sus aletas con las púas de las patas, causándoles daños mortales. Bastan pocos ciclópidos para acabar con centenares de larvas en poco tiempo.

Entre los macropredatores figuran todos los animales que muerden o devoran a las larvas, como insectos, larvas de insectos, gusanos, peces (incluso jóvenes), etc. Todos ellos deben tenerse lejos de los aparatos de cría de larvas y, mejor aún, de la piscifactoría.

Figura 43a Extracción de larvas y huevos malogrados mediante un sifón

Figura 43b Separación de larvas recién nacidas aprovechando sus propios movimientos natatorios

A) Nadando verticalmente con lentitud	Nadando verticalmente con energía
B) Suspendidas de objetos e inmóviles	C) Suspendidas de objetos y agitando la cola continuamente
D) Sobre el fondo

Figura 44 Formas de comportamiento de las larvas recién nacidas

	B) Embudo de tela de cedazo y plástico, para uso en sumersión
	C) Caja de cría
A) Vaso de fibra de vidrio
		D) Tambor para cría de larvas
E) Vaso aireado (sin entrada continua de agua)	F) Hapa

Figura 45 Aparatos para la cría de larvas

Figura 46 Fabricación de un embudo colector para la cría de larvas (uso en sumersión)

4.3.7 Tecnología para la cría de alevines

4.3.7.1 Diferencias entre las larvas y los alevines. El momento en el cual las larvas pasan a ser alevines capaces de alimentarse es un punto crucial en la vida de los peces. La fase larval termina cuando la larva llena de aire su vejiga natatoria, empieza a nadar como un pez y comienza a comer alimentos externos. A partir de ese momento comienza el estadio de alevín. Además de todos los elementos esenciales que necesitaba la larva (oxígeno suficiente, temperatura adecuada, eliminación de los materiales de desecho, y control de los enemigos naturales), el alevín necesita alimentos externos, que deben ser adecuados y suficientes. El alevín, inicialmente, conserva aún parte de la vesícula vitelina y puede recurrir a ella para sustentarse de uno o cuatro días, según la especie. Dispone así de tiempo para aprender a buscar los alimentos que necesita. Una vez que el vitelo se ha agotado, el alevín debe poder encontrar alimentos en cantidad suficiente. De no ser así, se debilita sin posibilidad de recuperación.

El alevín necesita cuidados más precisos y atentos que la larva para sobrevivir y crecer. Es opinión común que la falta de alimentos adecuados es la causa principal de mortalidad entre los alevines.

4.3.7.2 “Primeros alimentos” de los alevines de peces. Las ideas sobre los primeros alimentos de los alevines han cambiado radicalmente desde que comenzó la propagación controlada de peces de aguas templadas. En un principio se creía que el “primer alimento” de los alevines era el fitoplancton. Luego se consideró que era sólo el zooplancton, pero en muchos casos la supervivencia de alevines en estanques ricos de zooplancton era deficiente, porque la boca de los alevines era demasiado pequeña o el zooplancton era demasiado grande y los alevines no podían alimentarse. Los órganos del gusto de los alevines no están aún bien desarrollados y, por ello, tienen que localizar el alimento sirviéndose sólo de la vista. Necesitan, pues, un ambiente adecuadamente iluminado, ni demasiado oscuro ni demasiado claro. Es preciso, además, que los organismos de que han de alimentarse estén cerca, para que puedan localizarlos.

Considerando todos esos factores, se estima hoy día que los mejores primeros alimentos naturales para los alevines de pequeña talla (1 cm aproximadamente de longitud total) son los rotíferos (Figura 47). Los rotíferos no huyen saltando sino que se mueven lentamente en círculos, dando así a los alevines buenas posibilidades de capturarlos aunque fallen al primer intento. También los protozoos mayores, como Paramecium, constituyen un primer alimento adecuado para los alevines.

Aparte de ser de buena calidad, los alimentos deben estar presentes en cantidad suficiente para que el alevín no tenga problemas para ingerir bastantes alimentos y crecer rápidamente.

El estadio de alevín puede dividirse en dos fases: prealevines y alevines desarrollados. La distinción se basa en los alimentos y los hábitos alimentarios y en otras formas de comportamiento. Durante la primera fase, los alevines requieren cuidados y atenciones especiales. A medida que pasan a la segunda aprenden a comer por sí solos y adquieren destreza para capturar sus presas (con ayuda de órganos sensoriales bien desarrollados). Como su talla es considerablemente mayor, los alevines desarrollados pueden ingerir organismos mayores que antes, como cladóceros y copépodos (Figura 48). Al mismo tiempo, son más fuertes y ágiles y pueden escapar de sus depredadores. Pueden incluso localizar y comer alimentos artificiales. Con la debida prudencia, es posible cogerlos con una red y manipularlos sin que sufran daños excesivos. Los alevines entran en la fase de alevines desarrollados unos diez días después de que han empezado a comer por sí solos. Su longitud total en ese momento es de 1,5–1,8 cm.

4.3.7.3 Aspectos prácticos de la cría de alevines. Los alevines son criaturas muy delicadas y sensibles y necesitan, por ello, cuidados muy atentos, especialmente en lo que se refiere a la alimentación. Por esa razón, para designar la cría de alevines se utiliza el término especial de “alevinaje”.

La cría de alevines hasta que alcanzan la fase de alevines desarrollados puede hacerse en: 1) vasijas, acuarios o artesas de alevinaje; 2) tanques de cemento-hormigón; 3) tanques especiales de alevinaje; 4) pequeños tanques de tierra; o 5) estanques de peces (Figura 49). Es importante no poner en un estanque más que alevines de la misma edad y la misma especie, porque la cría mixta de alevines de distintas especies suele crear problemas.

Cría de alevines en vasijas, artesas y acuarios. En esos recipientes, los alevines están concentrados en un espacio relativamente pequeno y es necesario, por tanto, asegurar un suministro continuo de oxígeno y una eficiente remoción de los materiales de desecho. Igualmente importante es el suministro de alimentos, que puede asegurarse facilitándose organismos vivos, como nauplias de Artemia salina y rotíferos, para los alevines más pequeños, y gusanos picados (Tubifex), para los alevines mayores, como los de lucio, bagre, etc.

El abastecimiento de oxígeno y la eliminación de los desechos pueden conseguirse con agua corriente, pero hay que tener cuidado de que los alevines no escapen con el agua y no resulten aplastados contra la superficie de los filtros de salida. Cuando se les dan alimentos vivos, hay que tener igualmente cuidado de que esos organismos no sean arrastrados por el agua fuera del recipiente. Para ello es preciso instalar sobre la base interna de la tubería de desagüe un filtro en forma de tambor o cilindro, con tela de cedazo de malla fina (100–200 micras) tendida sobre una armadura de metal inoxidable. Como las mallas del filtro se obturan fácilmente, es preciso limpiarlas todos los días con un cepillo de cerdas finas.

El problema de este método de cría es que exige enormes cantidades de alimentos para producir alevines de talla normal (7–10 mm) a escala comercial. Piénsese, por ejemplo, que 100 000 alevines de carpa común, cuya talla representa la media de los alevines de peces de aguas templadas, consumen 3–4 1 de nauplias de Artemia recién nacidas durante los siete primeros días. Su cría, pues, resultará costosísima, a menos que sea posible disponer de huevos de Artemia a poquísimo costo.

El branquiópodo Artemia salina vive en lagunas y lagos poco profundos con concentraciones muy elevadas de sal disuelta. Su primera fase larval (nauplia) es de talla suficientemente pequeña para constituir un excelente primer alimento para los alevines de muchas especies de peces cuando empiezan a comer. Los huevos de este crustáceo pueden recogerse en grandes cantidades en aguas muy saladas, especialmente en las salinas marinas, donde se produce sal por evaporación del agua del mar. Los huevos secos se encuentran normalmente en el mercado como pienso para peces ornamentales.

Es preciso incubar los huevos, y las nauplias que nacen se utilizan para alimentar a los alevines. La incubación de estos huevos es relativamente sencilla. Se prepara una solución de sal común, disolviendo 35–50 g de sal en un l de agua. Se ponen los huevos en esa solución, manteniendo la temperatura del agua a 26°–28°C. Para asegurar un buen índice de eclosión es necesario airear bien el agua, con una corriente de aire suficientemente fuerte para que los huevos se mantengan en suspensión en el agua. Los huevos hacen eclosión en un máximo de 24 h. Las larvas recién nacidas deben darse a los alevines inmediatamente, para evitar que mueran o crezcan demasiado para ser útiles como “primer alimento”.

El cultivo en masa de rotíferos puede hacerse en pozas, tanques, pilones de cemento, etc., utilizando agua con grandes cantidades de estiércol, preferiblemente de vacas, aves de corral, cerdos o patos. Para evitar que en el líquido así preparado proliferen crustáceos o insectos acuáticos hay que tratarlo con un ester orgánico de ácido fosfórico (insecticida ligero), producto del que normalmente se dispone en los viveros de alevines. Los rotíferos se desarrollan rápidamente si la temperatura del agua es de unos 25°–28°C. Al principio es preciso echar en el líquido de cultivo algo de agua con rotíferos vivos. Una vez que la población de rotíferos se ha desarrollado, es necesario sacar rotíferos todos los días, utilizando una red adecuada, para evitar que el cultivo “envejezca” y disminuya la productividad. Los rotíferos deben suministrarse a los alevines en forma concentrada y con poquísimo líquido de cultivo, porque la materia orgánica presente en este último puede causar una disminución del nivel de oxígeno en los tanques de alevinaje, que acarrearía la muerte de los alevines.

En un acuario u otro recipiente de alevinaje puede criarse un alevín por cada centímetro cúbico de agua, a condición de que se renueve continuamente el oxígeno. Los alevines han de recibir alimentos cada media hora o cada hora y el tanque y el filtro deben limpiarse todos los días.

La cría de alevines en pequeños recipientes, que puede llamarse “cría en batería”, no se ha introducido aún comercialmente, pero probablemente adquirirá gran importancia en el futuro.

Los alevines pueden criarse en recipientes pequeños durante 7–10 días. Transcurrido ese tiempo hay que trasladarlos a estanques o aparatos mayores, como las artesas de alevinaje. En esas artesas, de paredes inclinadas hacia el interior y fondo de rejilla, para que puedan filtrarse los desechos, pueden criarse 30 000–50 000 alevines desarrollados en unos 100 l de agua. La artesa debe tener agua corriente y los alevines necesitan recibir alimentos cada dos horas. Inicialmente pueden dárseles piensos artificiales cribados en polvo muy fino (100–200 micras), de los que se utilizan para la trucha y el salmón. Es esencial limpiar las artesas todos los días.

Cría en tanques de cemento. Para la cría de alevines se utilizan tanques relativamente grandes, de 5–20 m² de superficie. Con este método se consiguen buenos resultados, especialmente en las zonas subtropicales y tropicales. La técnica utilizada es la siguiente:

El día que se espera obtener los huevos fertilizados se cubre el fondo del tanque con heno y se añade agua hasta una profundidad de 10–15 cm. En el heno se desarrolla pronto una abundante fauna de Paramecium y rotíferos. Cuando las larvas han llegado al estadio de alevines, se saca del tanque el 90 por ciento del heno y se deja entrar agua exenta de Cyclops hasta obtener una profundidad de 15–20 cm. Luego se siembran los alevines en el tanque. Los rotíferos y Paramecium sirven a los alevines de primer alimento. No es necesaria agua corriente, pero el nivel del agua en el estanque debe aumentarse todos los días en 3–5 cm, en las últimas horas de la tarde, para que los alevines dispongan de oxígeno suficiente durante la noche. A partir del tercer o cuarto día puede suministrárseles también dos o tres veces al día mesoplancton cuidadosamente filtrado, preferiblemente Moina y otros cladóceros (de 150–250 micras de talla). Desde el sexto o séptimo día en adelante pueden dárseles alimentos artificiales finamente molidos y cribados.

Al cabo de 10–14 días, los alevines, ya desarrollados, han de sacarse del tanque, porque hay el peligro de que falte oxígeno durante la noche a causa de la proliferación de algas indeseadas. Para entonces los alevines tendrán 1,5–2,0 cm de longitud total, en la medida en que hayan podido disponer de alimentos adecuados.

En esos tanques pueden echarse 1 000–2 000 alevines por metro cuadrado de superficie. Cada alevín dispondrá, pues, de 5–10 cm². Cuando la densidad de alevines es elevada, conviene airear el tanque durante la noche con aire comprimido.

Si los tanques son mayores (más de 100 m²), pueden dejarse los alevines hasta el estadio de jaramugos (3–4 semanas de edad; 2,5–3,0 cm de longitud).

Cría en tanques especiales. Los alevines desarrollados pueden ponerse en tanques de alevinaje especialmente preparados para criarlos bajo control (véase la Figura 49). Los tanques de alevinaje suelen tener un 60–80 por ciento de su superficie con aguas poco profundas (no más de 25–50 cm) y el 20–40 por ciento restante con aguas profundas (75–100 cm). En las aguas someras, los alevines se alimentan y viven, mientras las zonas más profundas les sirven para esconderse y refugiarse durante el mal tiempo. Los tanques son generalmente alargados: 20–40 m de longitud y 5–6 m de anchura. Pueden construirse en serie, con paredes divisorias de mampostería o cemento, especialmente si no se dispone de mucho terreno. En el centro de cada tanque hay una fosa profunda, que desciende gradualmente hacia el punto de desagüe y que es aconsejable construir de cemento o mampostería. El fondo del estanque debe ser liso, para evitar que crezcan plantas. Puede recubrirse con ladrillos o losetas de cemento a intervalos, dejando sólo sin pavimentar el 40–50 por ciento del fondo. Construyendo 10–20 tanques de ese tipo en serie pueden conseguirse notables ahorros en los costos. Los tanques han de tener una estructura de desagüe y colectores automáticos de alevines, para que sea posible sacar los alevines del tanque sin emplear redes.

Para criar alevines en estos tanques se utiliza la técnica siguiente (Figura 50):

El día que se espera obtener los huevos fertilizados, se llena la fosa de agua y se echa algo de heno. Cuando las larvas han llegado al estadio de alevines en las incubadoras, se llena el tanque de manera que la parte somera tenga 5 cm de agua. El heno que estaba en la fosa, que se habrá podrido para entonces, se distribuye uniformemente a lo largo de las paredes. Luego se echan los alevines al tanque. A partir del tercer o cuarto día, se fertiliza el estanque durante las primeras horas de la mañana, añadiendo 1 kg de estiércol crudo fresco (estiércol de vaca) por cada 10–15 m² de superficie. No hace falta agua corriente, pero es preciso elevar el nivel del agua 2–3 cm todos los días. A partir del séptimo día pueden dárseles piensos artificiales.

Es preciso observar todos los días el crecimiento de los alevines. Si éste se interrumpe, será necesario sacar algunos alevines o aumentar la cantidad de alimentos. En estos tanques pueden echarse 1 000–2 000 alevines por m². Pueden obtenerse alevines maduros al cabo de 10–15 días.

Cría en pequeños estanques de tierra. Las dimensiones de estos tanques varían de 100 a 2 000 m². En ellos pueden criarse alevines y alevines desarrollados durante un mes, hasta que lleguen a la fase de jaramugos. La técnica que se describe a continuación, ilustrada en la Figura 51, ha dado excelentes resultados.

a) Preparación del estanque

El estanque ha de prepararse el día que se espera obtener los huevos fertilizados. Se llena el estanque de agua y se añade inmediatamente un éster orgánico de ácido fosfórico (insecticida), como Ditrifon, Masoten, Flibol, etc. Este producto destruye todos los crustáceos (cladóceros y copépodos) e insectos acuáticos y permite a los rotíferos multiplicarse sin la amenaza de depredadores. La dosis de aplicación de insecticida ha de ser de 0,5 ppm de producto activo al 100 por ciento o 1 ppm de producto activo al 40–50 por ciento (es decir, 1 g en 1 m³ de agua). En caso necesario, puede usarse sin peligro una dosis de 4–5 ppm. Para conseguir un buen cultivo permanente de rotíferos se aplican al estanque fertilizantes químicos a razón de 1 kg de superfosfato, 1,5 kg de nitrato amónico y 1,5 kg de carbamida por cada 100 m² de superficie del estanque. Además, se añaden abonos orgánicos a razón de 50–70 kg por cada 100 m² de superficie.

El éster orgánico de ácido fosfórico mata todos los artrópodos (crustáceos e insectos), pero no las larvas de peces, para las cuales sólo resulta tóxica una concentración de más de 50 ppm.

El tiempo necesario para obtener un buen cultivo estable de rotíferos depende sobre todo de la temperatura. La población de rotíferos puede considerarse buena si filtrando 100 l de agua del estanque a través de una red planctónica (de 60–80 micras de malla) se obtienen 1–3 cm³ de rotíferos (volumen en húmedo).

Antes de echar los alevines al estanque, conviene comprobar la densidad de la población de rotíferos y asegurarse de que no haya copépodos ciclópidos. Bastan 100 Cyclops por litro de agua del estanque para matar en breve tiempo el 90–95 por ciento de los alevines.

b) Preparación de los alevines

Durante la fase inicial, los alevines recaban nutrientes de dos fuentes: la vesícula vitelina y alimentos exteriores. Eso asegura una mejor supervivencia. Como se ha observado que, si los alevines empiezan a comer alimentos externos desde el principio, sus posibilidades de supervivencia aumentan considerablemente, se les dan huevos duros picados muy finos con una batidora eléctrica. Aunque los alevines no digieren bien este alimento, destiende el tubo digestivo y facilita el paso de otros alimentos posteriormente. Se les vuelve a dar huevo duro a las tres horas y luego se echan al estanque a razón de 400–600 por m². Un 35–50 por ciento del total llegan al estadio de jaramugos.

Conviene criar los alevines en régimen de monocultivo. También ha de evitarse mezclar diferentes grupos de edad de la misma especie. El día que el estanque se llena de alevines hay que echar además algunos cladóceros (preferiblemente Moina y Daphnia). La propagación de los cladóceros necesita algún tiempo y, cuando lleguen a ser abundantes, los alevines serán suficientemente grandes para alimentarse con ellos.

Como siempre es deseable que los alevines crezcan rápidamente, los piscicultores suelen empezar a darles piensos artificiales inmediatamente después de echarlos en el estanque. De ordinario se les da un pienso finamente triturado y cribado (a través de malla de 100–150 micras), compuesto de levadura (40 por ciento), sangre en polvo (25 por ciento), soja fermentada y predigerida (20 por ciento), harina de pescado de calidad fina (10 por ciento) y aceite de soja (5 por ciento). La ración diaria es de 0,5–1,0 kg por 100 000 alevines, distribuida en dos veces. El pienso se esparce en la parte menos profunda del estanque. Al cabo de diez días se aumenta el tamaño de las partículas a 400–500 micras, sin variar el contenido. Cortando la hierba que crece en los terraplenes y echándola en la parte somera del estanque, se facilitará, además, la producción natural de alimentos.

Transcurrido un mes es preciso sacar a los pececillos del estanque de alevinaje y pasarlos a otro estanque más grande.

Alevinaje en estanques mayores. Un estanque de más de 2 000–5 000 m² de superficie se considera grande en las zonas tropicales, y un estanque de más de 1–2 ha es grande en cualquier parte del mundo. La técnica de alevinaje en estos estanques es igual que en los estanques menores, excepto en lo que se refiere a la preparación del estanque.

Los estanques grandes deben prepararse unos 10 días antes de echar los alevines y si la temperatura es menor de 15°C, 15 días antes. Se utiliza un éster orgánico de ácido fosfórico en concentración de 1 ppm de sustancia activa para eliminar los artrópodos. La fertilización con productos químicos y estiércol orgánico se hace igual que en los estanques pequeños. El índice de siembra, en cambio, es diferente: 150–300 alevines por m².

La alimentación artificial no es tan importante en los estanques grandes durante el primer mes, pero sí lo es posteriormente. Como en estos estanques pueden dejarse los pececillos por más tiempo, es preciso aclarar la población para que los jaramugos, que crecen rápidamente, dispongan de espacio y alimentos suficientes.

A veces se separa una parte del estanque (100–500 m²) como “vivero” y se crían allí los alevines durante los diez primeros días. En ese caso, sólo el vivero se trata con insecticidas, mientras la fertilización con productos químicos y estiércol se hace en todo el estanque. A los diez días, se deja salir a los alevines al estanque.

En estos estanques, el crecimiento de los alevines hasta el estadio de jaramugos es un proceso continuo y lo único que cambia son las necesidades de oxígeno, espacio y alimentos, que van en continuo aumento.

Los hábitos alimentarios de los alevines de una misma talla, sea cual sea la especie, son muy similares, sin que haya apenas diferencias entre los alevines de especies carnívoras y no carnívoras. La talla inicial de los alevines y el tamaño de la boca es lo que determina la diferencia en el tamaño de los alimentos que comen.

Cuando los alevines tienen 3–4 semanas, sus hábitos alimentarios se modifican y llegan al estadio de jaramugos, que gradualmente van adquiriendo los hábitos alimentarios de los adultos.

4.3.7.4 Enemigos de los pececillos. Los enemigos de los pececillos varían según la edad de estos. Puede distinguirse entre: 1) enemigos de los alevines; 2) enemigos de los alevines desarrollados, y 3) enemigos de los jaramugos.

Enemigos de los alevines. Los enemigos más importantes, en la fase de alevines, son los carnívoros ciclópidos, cuya presencia en un estanque de alevinaje constituye una amenaza fatal para los alevines. También los insectos y sus larvas (notonéctidos, libélulas, etc.) pueden causar graves depredaciones. Los ciclópidos suelen ser la causa más importante de muertes de alevines, precedidos sólo por la falta de alimentos.

Enemigos de los alevines desarrollados. Los alevines desarrollados están menos expuestos a los ataques de Cyclops, porque son más ágiles y su piel es más gruesa y fuerte. Los insectos y sus larvas pueden constituir una amenaza más grave en este estadio y lo mismo cabe decir del hambre, en caso de seria escasez de alimentos. La falta de oxígeno puede acabar con los alevines en los estanques muy fertilizados y los cambios bruscos de temperatura y los grandes fríos pueden exterminar completamente la población de alevines.

Hacia el final del estadio de alevines pueden aparecer en los pececillos máculas blancas causadas por Ichthyophthirius (Figura 52) y Trichodina. Si los alevines han tenido contactos con adultos o agua de otros estanques infectados, pueden haber penetrado en el estanque de alevinaje animales monocelulares perjudiciales en fase de desarrollo, como Ichthyophthirius, Trichodina, Chilodonella, Tetrahymena, etc. (Figura 53).

Enemigos de los jaramugos. Además del hambre, la falta de oxígeno y los cambios bruscos de temperatura, las infecciones de Ichthyophthirius, Trichodina y gusanos de las agallas (Figura 54) pueden acabar con toda la población de jaramugos de un estanque en breve tiempo.

4.3.7.5 Prevención y eliminación de las infecciones de parásitos. La mejor manera de prevenir las infecciones de parásitos es suministrar a los pececillos alimentos naturales y artificiales bien equilibrados en cantidades suficientes. Los alevines sanos no reciben graves daños de los parásitos, mientras, por otro lado, los alevines débiles y desnutridos no están en condiciones de resistir a la infección.

Otra medida preventiva importante es asegurarse de que los pececillos no entren en contacto con peces adultos que puedan albergar parásitos. El agua que sale de los estanques de cría de peces está generalmente infectada de parásitos, que encontrarán un ambiente sumamente favorable en un estanque de alevinaje repleto de alevines. Es importante, pues, no utilizar en los estanques de alevinaje agua procedente de otro estanque piscícola.

La tercera medida preventiva consiste en dejar secos los estanques de alevinaje y cría de jaramugos cuando no se utilizan. No es aconsejable utilizar esos estanques para otros fines (como almacenar peces para el mercado) fuera de la temporada de cría. Los estanques de alevinaje y de cría de jaramugos deben mantenerse secos al menos 1–2 meses, para acabar con los parásitos perjudiciales.

El tratamiento con desinfectantes (cal viva, cloruro de cal, verde de malaquita o formalina) antes de llenar los estanques o inmediatamente después puede ser útil para acabar con varios parásitos.

En los estanques pequeños de tierra se emplea generalmente cal viva, que se ha demostrado eficaz si se distribuye uniformemente sobre el fondo húmedo del estanque a razón de 100–200 kg/ha.

Los tanques de cemento pueden desinfectarse eficazmente con formalina, procediendo al mismo tiempo a la limpieza con medios mecánicos (un cepillo fuerte). Para ello, se diluye en agua formalina industrial concentrada, en proporción 1:4. A veces se utiliza en vez de formalina una solución fuerte de verde de malaquita (1 g en 10–25 1 de agua).

La infección de organismos monocelulares en un estanque puede diagnosticarse por algunos indicious, como los siguientes: 1) los alevines o jaramugos nadan en grandes grupos cerca de la superficie, 2) se acumulan debajo de la tubería de entrada de agua, 3) se encuentran ejemplares oscuros, y 4) aparecen de vez en cuando peces muertos en la superficie. Conviene hacer notar que sólo los peces que mueren por infección de parásitos flotan en la superficie, mientras los que mueren por razones alimentarias permanecen en el fondo. Detectar la infección en la fase inicial permitirá erradicarla más eficazmente.

4.3.7.6 Tratamiento de las infecciones parasitarias de los pececillos

Tratamiento con verde de malaquita. Se utiliza principalmente contra las máculas blancas (ictioftiriasis). En tanques o estanques se utiliza de ordinario sólo 0,1–0,2 ppm de verde de malaquita, pero en tanques de cemento pueden emplearse también soluciones de 2 ppm si es posible cambiar el agua en 10–15 min. El verde de malaquita puede emplearse además contra las infecciones de hongos (Saprolegnia) de los huevos; la dosis, en este caso, es de 5 ppm durante 30 a 60 min.

Tratamiento con formalina. Para el tratamiento de infecciones de Costia en tanques pequeños se emplea formalina en concentración de 200–400 ppm durante 15–40 min. También las infecciones de gusanos de las agallas pueden tratarse con un baño de formalina a 250–500 ppm durante 30 min, si se trata de alevines, y a 1 000 ppm durante 15–30 min para los reproductores.

Tratamiento con sulfato de cobre. Se emplea una dosis de 500 ppm para tratar a los peces infectados de Saprolegnia, manteniendo a los peces infectados en esa solución hasta que muestren signos de zozobra. Se utiliza también para el tratamiento de la podredumbre de las agallas o branquiomicosis, enfermedad causada por hongos del género Branchyomices. La dosis recomendada para ello es de 100 ppm durante 10–30 min.

Tratamiento con oxicloruro de cobre (CaCl₂xCuO). Una dosis de 5 ppm de oxicloruro de cobre resulta eficaz contra Chilodonella, Costia y Trichodina. Como la concentración letal para los peces es de 100 ppm, la dosis de 5 ppm puede emplearse con peces de todos los tamaños.

Tratamiento con un éster orgánico del ácido fosfórico. Estos insecticidas se encuentran en el mercado con distintos nombres comerciales (por ejemplo, Dipterex, Dylox, Masoten, Flibol, etc.). Pueden usarse contra los gusanos de las agallas (Dactylogyrus, Gyrodactylus) y los copépodos parásitos (Lernaea). La concentración recomendada es de 0,25–1,0 ppm de sustancia activa. Se descomponen rápidamente en aguas de pH elevado y altas temperaturas.

Tratamiento con permanganato de potasio. El permanganato de potasio se usa en dosis de 6–10 ppm para combatir los parásitos externos, como Saprolegnia. Los peces infectados han de estar en esa solución durante 60–90 min. La misma dosis puede emplearse para la desinfección general de los tanques.

Tratamiento con antibióticos. Se utilizan antibióticos de amplio espectro para el tratamiento de enfermedades causadas por bacterias, como Myxobacterium, Aeromonas y Pseudomonas. Los antibióticos se administran externamente o mezclados con los alimentos. La dosis de antibióticos (oxitetraciclina, cloranfenicol, furasolidón, etc.) para tratamiento externo (baño) en tanques o pilones es de 50 ppm (50 mg por litro de agua). Mezclados con los alimentos, la concentración ha de ser de 200–1 000 ppm y pueden utilizarse para curar o prevenir infecciones bacterianas.

4.3.7.7 Tratamiento de los pececillos antes del transporte o del traslado a otros estanques. Es práctica común bañar a los pececillos en una solución salina al 2 por ciento durante 2–3 min para librarlos de parásitos antes de transportarlos o pasarlos a otros estanques.

Es también conveniente someter a los reproductores a este tratamiento antes de iniciar las operaciones de reproducción. Pueden cogerse con un salabre e inmergirse en una solución de sal común al 5 por ciento durante 2–3 min.

4.3.7.8 Determinación de dosis letales y límites de tolerancia de los productos químicos. Antes de utilizar un producto químico en tratamiento para pececillos es preciso determinar cuál es la dosis letal para los peces y para los parásitos y cuáles son los límites de tolerancia. Para ello se prepara una solución “básica” de 100 ppm del producto en cuestión, disolviendo 1 g de él en 10 1 de agua (Figura 55). Puede utilizarse para ello un cubo de los que usan ordinariamente, dado que su capacidad es de unos 10 1. Se toman otros cinco cubos similares y se numeran de uno a cinco. Luego se echa en ellos, comenzando por el número uno, 25 ml, 50 ml, 0,1 1, 0,2 1 y 0,4 1 de la solución básica. A continuación se llenan los cubos de agua hasta la línea de 10 l. La concentración de la solución contenida en esos cubos será, respectivamente, 0,25, 0,5, 1, 2 y 4 ppm. En cada uno de los cubos se colocan 5–10 peces cuya tolerancia a ese producto se quiera determinar y se observa atentamente la conducta de los peces en los distintos cubos, para ver en qué momento y con qué concentración muestran señales de zozobra y empiezan a morir. Con este procedimiento puede determinarse la dosis letal y el tiempo de tolerancia de cualquier producto químico para cualquier especie. Es necesario, sin embargo, tomar la temperatura del agua en el momento del ensayo, porque es sabido que la tolerancia de los peces a los productos químicos varía con la temperatura. La misma prueba puede hacerse con los parásitos, para determinar cuál es la dosis que acaba con ellos sin perjudicar a los peces.

A) Brachionus calyciflorus; B) Synchaeta sp.; C) Notholca sp.; D) Polyarthra platyptera; E) Hexarthra mira; F) Brachionus falcatus; G) Brachionus calyciflorus (sólo caparazón); H) Asplanchna sp.; I) Concchilus sp. (colonia); J) Filina sp.; K) Brachionus angularis (caparazón); L) Keratella cochlearis; M) Keratella quadrata

Figura 47 Tipos comunes de rotíferos, el alimento natural más importante de los alevines

1) Sida sp.; 2) Diaphanosoma sp.; 3–4) Daphnia sp.; 5) Moina sp.; 6) Bosmina sp.; 7) Chidorus sp.; 8) Cyclops larva (nauplia); 9) Cyclops sp. con huevos; 10) Cyclops sp. sin huevos

Figura 48 Crustáceos planctónicos más comunes

A) Acuario
C) Artesa de alevinaje	B) Vasija de alevinaje
D) Tanques de cemento
E) Tanque especial de alevinaje
F) Estanque de tierra

Figura 49 Aparatos e instalaciones de alevinaje

El día que se administra la inyección decisiva para obtener huevos fertilizados, se llena la fosa del tanque con heno y agua

Durante la incubación y la cría de las larvas, se esparce el heno uniformemente y se cubre con agua

Cuando las larvas llegan al estadio de alevines, se sacan de los aparatos de cría y se pasan al tanque de alevinaje

Figura 50 Cría de alevines en tanques especiales de alevinaje

Figura 51 Cría de alevines en pequeños estanques de tierra

Figura 52 Ciclo vital de Ichthyophthirius

Chilodonella cyprini
	Trichodina pediculus
Tetrahymena pyriformis
	Ichthyophthirius multifilis

Figura 53 Principales zooparásitos monocelulares de los pececillos

A) Dactylogyrus anchoratus	B) Gyrodactylus elegans

Figura 54 Tipos comunes de gusanos de las agallas

Figura 55 Determinación de dosis letales y límites de tolerancia de los productos químicos