El ciclo vital de un peneido típico como las especies que se hallan en Ecuador (Penaeus stylirostris, P. vannamei, P. occidentalis); Brasil (P. schmitti, P. subtilis, P. brasiliensis, P. notialis); costa atlántica de Estados Unidos y México (Penaeus setiferus, P. duorarum, P. aztecus); costa pacífica de México (P. stylirostris, P. vamamei, P. californiensis); y Asia (P. monodon, P. indicus, etc) se muestra en la Figura 3. La maduración y reproducción de estas especies se realiza en aguas profundas, entre 15 y 60m; las hembras fecundadas ponen huevos en cantidades variables de acuerdo con la especie (entre 10.000 y 1.000.000). Al cabo de un tiempo, éstos eclosionan en una serie de estadios denominados larvas, cada uno de los cuales tiene características morfológicas determinadas y diferentes requerimientos nutricionales. El siguiente cuadro muestra los distintos estadios larvales, forma de alimentación y comportamiento.
| ESTADIO | ALIMENTACION PRINCIPAL | COMPORTAMIENTO |
| Huevo | - | Flota, tendencia a depositarse en el fondo |
| Nauplius | Sus propias reservas | Locomoción por antenas, planctónicas |
| Protozoea | Filoplancton | Planctónicas, natación por apéndices cefálicos |
| Mysis | Zooplancton | Planctónicas, natación por apéndices del tórax |
| Postlarvas | Zooplancton y posteriormente alimentación omnívora | Los primeros estadios son planctónicos, luego de hábitos bentónicos, natación por pleópodos |
Como se puede observar en la Figura 3, postlarvas y/o juveniles migran hacia la costa, a aguas menos profundas y de baja salininidad: por ejemplo, zonas de manglar, esteros, lagunas, ricas en materia orgánica, donde crecen hasta alcanzar estadios de adulto o preadulto migrando luego a mar abierto para madurar y reproducirse.
Existen también algunas otras especies como Pleoticus muelleri, que habita las aguas templadas en las costas argentinas que tiene un ciclo algo diferente, no penetrando casi nunca en aguas salobres. Las migraciones de esta especie se pueden observar en la Figura 4. De acuerdo con Boschi(1986), el área de reproducción de P. muelleri se encuentra aguas afuera de la provincia del Chubut, entre la Península Valdés y el norte del Golfo de San Jorge. De esta zona las larvas son llevadas por las corrientes hacia el sur, siendo la principal área de cría el sur del golfo (bajo Mazaredo); los juveniles permanecen en esta zona y cuando alcanzan una talla de algo más de 10 cm, migran hacia el norte para su maduración y reproducción.
Figura 3. Ciclo vital de un camarón peneido típico: l: maduración y reproducción; 2: nauplii; 3: protozoeas; 4: mysis; 5: postlarvas; 6: juveniles; 7: adultos. (Modificado de Boschi, 1977).
En cuanto a poblaciones de esta especie que se encuentran en la zona sur de la provincia de Buenos Aires (Bahía Blanca), se sabe que los juveniles entran con las mareas en áreas costeras y la reproducción se realiza aguas afuera (Wyngaard y Bertuche, 1982).
Existe también otra especie de camarón peneido Artemesia longinaris, cuyas áreas de mayor captura se encuentran en Bahía Blanca y Mar del Plata, que tampoco entra en aguas salobres, ni en lagunas, pero los juveniles y subadultos permanecen en áreas costeras durante casi todo el año, hasta que en diciembre migran aguas afuera para su reproducción.
Los camarones peneidos se pueden dividir en dos grandes grupos:
a) Camarones de aguas tropicales: Tienen requerimientos de temperaturas superiores a 20°C, con crecimiento óptimo entre 26 y 32°C, entre los representantes de este grupo podemos mencionar: Penaeus monodon en Asia; P.notialis, P.brasiliensis, P.schmitti, P.aztecus subtilis, P.paulensis, P. setiferus, P. duorarum en la costa atlántica de América; P.stylirostris, P.vannamei, P.occidentalis en las costas del Pacífico.
Por lo general cada etapa del desarrollo tiene un rango óptimo de temperatura y salinidad para su normal desarrollo; así, las larvas se desarrollan a temperaturas entre 25–30°C y salinidades entre 28 y 35 ‰, mientras que las postlarvas tienen una tolerancia más amplia a los cambios de estas variables, asi por ejemplo postlarvas de camarones del golfo de México pueden tolerar amplias fluctuaciones de salinidad y temperatura. Según Zein-Eldin y Griffith (1969) P.aztecus tolera mucho mejor que P.setiferus bajas temperaturas, mientras que esta última especie es más tolerante a altas temperaturas (30–35°C). Por el contrario los mismos autores indican que P.aztecus es más tolerante que P.setiferus a altas salinidades (hasta 40‰),
En cuanto a juveniles y subadultos que viven en estuarios lagunas y manglares son los que mejor soportan mayores variaciones en las condiciones ambientales.
Figura 4. Migración del langostinoPleoticus muelleri en las costas argentinas. (Boschi, 1986).
Ewald (1965) en Venezuela, observa desoves de P. schmitti a profundidades de aproximadamente 20 m a una salinidad entre 15–25‰, mientras que para la misma especie, Pérez Farfante (1970) los cita a la misma profundidad pero a salinidades superiores a 35–36 ‰. Con respecto a P.brasiliensis y P.notialis(Scelzo, 1982 observa juveniles a temperaturas entre 26–30°C y salinidades superiores a 40‰.
Una especie que podríamos considerar intermedia es P.semisulcatus, de la cual se han determinado desoves a temperaturas entre 18–19.5°C, frente a las costas de Kuwait (Al Attar e Ikenoue, 1979).
b) Camarones de aguas templadas: En este grupo las especies sobre las que más se ha trabajado en América son Artemesia longinaris y Pleoticus muelleri. La primera de estas habita desde el sur de Brasil hasta aproximadamente los 43°de latitud sur, entre 3 y 10 brazas de profundidad. Pleoticus muelleri se distribuye desde Río de Janeiro, Brasil, hasta Puerto Deseado, Argentina (43°LS). Investigaciones realizadas han demostrado que se pueden obtener desoves viables a temperaturas entre 16 y 22°C para el camarón (Boschi y Scelzo, 1977) y entre 19 y 23°C para el langostino (Scelzo y Boschi, 1975). Otros trabajos con Artemesia longinaris han revelado que se obtiene una mayor tasa de crecimiento en juveniles, a temperaturas menores de 20°C que en rangos entre 24 y 26°C (López y Fenucci, 1987); por otra parte el langostino argentino tiene un buen crecimiento a temperaturas entre 10 y 19°C, llegando a talla comercial en 140 días a partir de juveniles de 2 g (Fenucci et al., 1987), siendo la salinidad letal media para esta especie de aproximadamente 16‰ (Fenucci, Casal y Boschi, Com.Personal).
En general los peneidos viven en fondos blandos de fango, constituídos por distintas proporciones de arena, limo y arcilla. Especies como Penaeus duorarum, P.japonicus, P.aztecus, P.setiferus, P.vannamei y Pleoticus muelleri se entierran y otras como P.stylirostris, P.monodon, P.merguiensis y Artemesia longinaris quedan por los general quietas en el fondo. Este hábito aparece durante los primeros estadios postlarvales y permite a los camarones protegerse de predadores, principalmente durante el período de muda; este comportamiento parece estar regulado por factores como la luz, temperatura, concentración de oxígeno, etc.
A este respecto son interesantes los trabajos realizados en P.duorarum por Fuss y Ogren(1966) quienes han determinado que esta especie permanece enterrada a temperaturas inferiores a 10°C, mientras que ejemplares mantenidos a 16°C presentan actividad en un 50%; por otra parte el cese de actividad se produce entre el amanecer y el anochecer. Otra especie que tiene hábitos de enterramiento muy marcados es Pleoticus muelleri lo que prácticamente desaparece durante el día, alimentándose durante la noche.
En cuanto al camarón argentino, de aguas templadas, si bien durante el día permanece en el fondo rara vez se entierra, habiéndose determinado que su actividad es mayor entre 24–26°C que entre 15–19°C (López y Fenucci, 1987).
En base a lo expuesto, se debe destacar la importancia que tiene la realización de estudios de comportamiento de las especies en cultivo ya que por ejemplo, en el caso de una especie que no esté activa durante el día, es conveniente alimentarla al atardecer o antes del amanecer para lograr un mayor aprovechamiento de la dieta.
La concentración de oxígeno disuelto en el agua es de fundamental importancia; se ha comprobado que concentraciones de este elemento menores de 2 ppm producen una alta mortalidad en cultivos. Mas aún, una disminución en la concentración de oxígeno produce cambios en los hábitos de enterramiento; Egusa (1961) ha determinado que con cantidades de oxígeno de menos de 1 ppm Penaeus japonicus no se entierra, cualquiera sea la intensidad de la luz.
Enucuanto al consumo de oxígeno, a una temperatura aproximada de 23°C, para ejemplares de P. japonicus con tallas medias de 3,1 a 16,1 g varía entre 135 y 77 cc/kg/hora, 'siendo mayor el consumo por unidad de peso para los animales de menor tamaño (Egusa, 1961).
Eneel camarón Artemesia longinaris se han registrado valores de consumo entre 0,1 y 0,02 mg/minuto/g, para animales entre 0,5 y 5 g de peso; al igual que en el caso anterior, el mayor consumo por unidad de peso se observó en los camarones de menor tamaño (Fenucci y Atena MS).
Es un hecho generalizado que a medida que aumenta la temperatura, se incrementa el consumo de oxígeno (Figura 5), a la vez que disminuye la solubilidad del mismo en agua. Esto debe ser tenido en cuenta para evitar una marcada depleción de oxígeno en tanques de cultivo durante días muy calurosos.
Figura 5. Consumo de oxígeno por unidad de peso en Artemesia longinaris a distintas temperaturas.
Un esquema del exoesqueleto de un camarón típico puede observarse en la Figura 6. El hecho importante que relaciona la muda con el crecimiento es que cuando el animal pierde su viejo esqueleto, inmediatamente comienza a absorber agua aumentando su volumen con lo cual la nueva cutícula se expande; luego el volumen ocupado por el agua es reemplazado por tejidos y en esa forma el camarón crece.
El período de muda es crítico, el camarón se encuentra desprotegido, es fácil presa de predadores, siendo ésta la etapa en la cual se observa una mayor mortalidad. Existen problemas de regulación iónica, debido a la toma de agua y a los cambios en la permeabilidad de las membranas (Lockwood, 1967).
Drach en 1939, determinó los estadios de muda de Crustáceos Decápodos Braquiuros, sobre la base de cambios tegumentarios, extendiendo este trabajo a todos los decápodos en 1944, dividiendo el ciclo en 4 estadios:
| Post-muda | : Período de turgencia debido a la absorción de agua; los animales no se alimentan. |
| Intermuda | : Período de actividad secretora de la epidermis, crecimiento de los tejidos, el animal se alimenta |
| Premuda | : Se inicia la reabsorción del antiguo exoesqueleto y comienza a formarse una nueva cutícula, el a- nimal no se alimenta. |
| Exuviación o ecdisis | : Pérdida del viejo esqueleto. |
Este ciclo ha sido estudiado en detalle para distintas especies de peneidos y pueden citarse los trabajos de: Schafer (1968) en P. duorarum; Huner y Colvin (1979) para P.californiensis y P.stylirostris; Petriella(1984) en Artemesia longinaris.
En general los animales más pequeños tienen un ciclo de muda más breve por cortamiento del período de intermuda. Por ejemplo para Artemesia longinaris Petriella, (1984) ha observado la existencia de una menor tasa de muda para los animales de mayor tamaño, es decir un alargamiento del período de intermuda con la edad. Este fenómeno ha sido mencionado también para otras especies de camarones peneidos y relacionado no sólo con factores internos, sino tambień con factores ambientales como la temperatura y el fotoperíodo (Lindner y Anderson, 1956 para P.setiferus; Eldred, et al., 1961 para P.duo rarum; San Feliú et al., 1973 para P.kerathurus; Petriella, 1986 para A.longinaris).
Es el proceso por medio del cual machos y hembras de una especie desarrollan sus órganos genitales hasta alcanzar óvulos y
Figura 6. Estructura del tegumento. A: corte transversal en premuda mostrando la reabsorción del antigüo exoesqueleto y formación del nuevo; B: corte transversal en intermuda. (Petriella, 1984). cm: capa membranosa; e: epidermis; en: endocutícula; ep: epicutícula; ex: exocutícula; g: glándula tegumental; nep: nueva epicutícula; nex: nueva exocutícula; zr: zona de reabsorción.
Estadio I
Gónadas invisibles a través del exoesqueleto. Aspecto filiforme, muy pequeñas comparadas con los demás órganos y confinadas al abdomen, muy fláccidas y de color blanco translúcido (Figura 7).
Estadio II
Gónadas invisibles a través del exoesqueleto. Con aspecto filiforme pero con un esbozo de desarrollo del lóbulo anterior, transparentes y con muy poco cromatóforos.
Estadio III
Gónadas invisibles a través del exoesqueleto. Hay un alargamiento importante, reconociéndose un lóbulo anterior con lobulaciones digitiformes que cubren el hepatopáncreas y la región abdominal más engrosada y bien diferenciada del intestino. Son transparentes y con muchos cromatóforos.
Estadio IV
Ovarios visibles a través del exoesqueleto. Se diferencian tres regiones: una anterior con dos lóbulos, media con varias lobulaciones y posterior que se continúa hasta el telson. El color es verde pálido.
Estadio V
Ovarios visibles a través del tegumento. Color verde oliva con cromatóforos. La región anterior compuesta por dos lóbulos doblados en forma de gancho que llegan al extremo de la región cefálica, la región media con 6 lobulaciones laterales digitiformes y una región posterior abdominal que se extiende hasta el telson.
Estadio VI
Las mismas características externas del estadío V, pero la consistencia es muy fláccida y cremosa, deshaciéndose al tratar de removerlo. Color verde rojizo. Son los ovarios desovados.
En el estadío V se observó en los ovocitos la presencia de “Jelly like substance” o cuerpos periféricos (Figura 8).
En general, los mismos estadios de king (1948) han sido utilizados para determinar estadios de maduración en P.merguiensis, P.japonicus, Metapenaeus ensis y Penaeus semisulcatus (AQUACOP, 1975) y por Chamberlain y Lawrence (1981-a) en P.stylirostris y P. vannamei. Es de hacer notar que on las esnecies de télico cerrado como P.merguiensis, P.japonicus, Artemesia longinaris es mas difícil percibir la fecundación ya que sólo se observan partes blandas del espermatóforo transferido por el macho solo por un breve período, las cuales desaparecen rápidamente y al cabo de 24 hs, solo se obseryan masas blancas bajo las placas del télico.
Figura 7. Distintos estadios de maduración ovárica en Artemesia longinaris (Petriella y Díaz, 1987). a: estadio I; b: estadio II; c: estadio III; d: estadio IV; e: estadio V.
Figura 8. Corte histológico de ovario de Artemesia
longinaris en maduración total. (Petriella y Díaz, 1987).
c: células foliculares; o: ovocito maduro;
r: cuerpos periféricos.
Se visualiza externamente porque las coxas del 5° par de pereiópodos presentan una fuerte coloración verde, debido a la presencia de los espermatóforos maduros. También pueden observarse en aquellos ejemplares ya desprovistos de sus espermatóforos, el petasma deteriorado (Díaz, comunicación personal).
La maduración se encuentra regulada por dos tipos de factores ambientales y hormonales.
a) Temperatura: este parece ser el factor ambiental más importante, a este respecto se ha establecido una correlación entre la cantidad de hembras ovígeras de Penaeus duorarum obtenidas en áreas cercanas a la Isla Tortuga y la temperatura del agua de mar cuando esta es superior a los 70°F (Cummings, 1961).
Para el camarón argentino (Artemesia longinaris) la temperatura de maduración se encontraría entre los 18 y 23°C; en cuanto a los camarones como P.stylirostris y P.vannamei se ha obtenido maduración a temperaturas del agua entre 23 y 28°C (Chamberlain et al., 1981), mientras que en similares resultados se consiguieron a temperaturas que oscilan entre 25 y 29°C (AQUACOP 1975, 1983).
b) Luz y fotoperiodo: poco es lo que se ha trabajado con respecto a la influencia de estos dos factores en la maduración.
Para P.merguiensis (AQUACOP, 1975) se ha determinado que la intensidad de la luz parece ser un factor importante en este proceso, obteniéndose mayor cantidad de hembras maduras con animales sometidos a solo 10% de luz natural incidente que en aquellos sometidos al 40% de luz. Porootra parte Lawrence et al. (1980) obtiene maduración de P.setiferus con luz natural en un 10–40% de incidencia, mientras que en P.monodon (Primavera, 1980) halla resultados similares con una reducción de la luz natural entre 40 y 60%. Chamberlain y Gervais (1984) obtienen maduración en P.stylirostris solo incrementando el fotoperiodo y temperatura de 13.5 hs. y 18°C a 14.5 hs. de luz y 28°C, sin ablación. Con P.orientalis se ha obtenido maduración con luz. tenue y un fotoperiodo de 8 horas luz (Arnstein y Beard, 1975); P.stylirostris parece madurar mejor con luz tenue y/o luz del día con un fotoperíodo de 13 horas de luz con intensidades de luz brillante, moderada o en la oscuridad (Chamberlain y Lawrence, 1981 b). Los mismos autores determinan que las hembras de P. vannamei maduran mejor cuando son sometidas a la acción de luz brillante, moderada o solar.
En el centro de la Polinesia AQUACOP (1983) han obtenido maduración de diversas especies como P.monodon, P.merguiensis, P.indicus, P.stylirostris, P.vannamei en “green houses” con luz natural y fotoperiodo que varía entre 10 horas luz en julio a 14 horas en diciembre.
Como se puede ver en algunos casos estas experiencias resultan contradictorias, por lo que se recomienda en caso de iniciar operaciones de maduración en cautividad realizar experimentación propia con las especies que se planea trabajar.
En los crustáceos los pedúnculos oculares contienen una variedad de hormonas que actúan sobre diversas funciones tales como crecimiento, metabolismo en general, muda, equilibrio osmótico, etc. (Lockood, 1967). Las hormonas son producidas por células nerviosas (neurosecretoras) que se encuentran en los pedúnculos oculares y cerebro. Las secreciones son transportadas a lo largo de los axones a la glándula del seno hasta que por un estímulo son descargadas en la hemolinfa.
En el pedúnculo ocular se encuentra el complejo órgano X-glándula del seno que produce una variedad de hormonas, una de las cuales inhibe el desarrollo de las glándulas sexuales (Ovarios y Testículos) y otra (MIH) que es inhibidora de la muda. Existe además otro par de glándulas que se encuentran en la proximidad de las mandíbulas (glándula Y) que segregan una sustancia responsable de la iniciación del proceso de muda, si se sacan estas glándulas el animal es incapaz de mudar. Existe una glándula androgénica cuya secreción determina los caracteres primarios y secundarios de los machos y el ovario, cuyas hormonas determinan los caracteres sexuales de las hembras.
Como es de imaginar si a un crustáceo se le extirpa el pedúnculo ocular se produce un aumento en la frecuencia de la muda y un incremento en la vitelogénesis, es decir maduración.
En Artemesia longinaris, individuos ablacionados unilateralmente tienen una tasa de muda de 2.5 con respecto al valor l obtenido en camarones no ablacionados (Petriella y Díaz, 1987). En cuanto a maduración Caillouet (1973) obtiene maduración de hembras de P.duorarum por ablación unilateral en dos semanas. El Grupo AQUACOP (1977) reporta maduración de hembras de P.monodom luego de 7 días de haber sido ablacionadas, los mismos autores en 1975 han obtenido maduración natural para. P.merguiensis, P.japonicus, Metapenaeus ensis y ejemplares ablacionados de P.aztecus (al cabo de dos semanas). Más aún, con P.monodon y utilizando la misma técnica, se ha obtenido maduración de juveniles (Halder, 1978); aunque Chamberlain y Lawrence (1981 a), no encuentran diferencias en tasa de muda entre ejemplares ablacionados y no ablacionados de P.sytlirostris y P.vannamei obtienen una mayor ocurrencia de estadios IV y V al igual que una mayor tasa de desove en ejemplares ablacionados.
Se debe destacar que si bien la ablación promueve maduración, para completarla es necesaria la presencia de machos ya que en la mayoría de las especies el estadio de maduración total se alcanza luego que las hembras han sido fecundadas.
Una especie de télico cerrado como P.merguiensis solo comienza a madurar cuando la hembra es impregnada. En especies de télico abierto como P.stylirostris, P.vannamei. Pleoticus muelleri también el último estadio de maduración se alcanza cuando el espermatóforo se encuentra adherido a la parte ventral del cefalotórax de la hembra.
El desove se produce entre 3–5 días a 3 semanas luego de la ablación. La ablación se realiza mediante distintas técnicas:
apretando el pedúnculo ocular con dos dedos
cortando el pedúnculo ocular con tijeras
punzando el lóbulo ocular con un alfiler o aguja
En muchos casos se utilizan antibióticos y cauterización de la lastimadura producida para evitar infecciones posteriores
La alimentación es de fundamental importancia en el pro ceso de maduración principalmente cuando se trata de efectuar ésta en pequeños estanques. Dentro de los compuestos fundamentales en la dieta se encuentran las grasas, principalmente ácidos grasos de la serie linolénica (w3, de origen marino), colesterol y sus derivados.
Es por ello que se utilizan alimentos naturales ricos en estos compuestos, los cuales sumados a la ablación unilateral y a condiciones ambientales favorables, permiten obtener maduración gonadal con cierto éxito.
Entre las comidas más usadas se encuentran combinaciones de anélidos marinos, ostras, mejillones, calamares, camarones, etc. En ciertos casos se utilizan algunos de estos alimentos naturales suplementados con dietas pelletizadas.
Por lo general el alimento se suministra en cantidades que van de 3–17% de la biomasa del tanque, repartido en 2 a 4 raciones diarias.
Con respecto a las dietas pelletizadas, se pueden utilizar solas o en combinación con diversos alimentos naturales (AQUACOP, 1975; Lawrence et al., 1980).
| Alimento Shigeno | AQUAPOC-17.000 | Lawrence et al., 1980 | |||
| Harina de calamar | 47 | Carne de troca | 33,3 | Harina de camarón. | 35 |
| Harina Misidaceo | 15 | Harina de carne | 33,3 | Harina de calamar | 25 |
| Levadura de petróleo | 20 | y hueso | Harina de pescado | 15 | |
| Active sludge | 5 | Carne de bonito | 16,7 | Cáscara de arroz | 12,5 |
| Gluten | 3 | Comida para po- | 16,7 | Vitaminas | 2,0 |
| Almidón | 2 | llos | Minerales | 1,0 | |
| Vitaminas | 3 | Soluble de pescado | 2,0 | ||
| Minerales | 5 | Aceite de pescado | 2,5 | ||
| Colesterol | 0,5 | ||||
| Lectinina | 1,0 | ||||
| Varios | 3,5 |
Como se dijo anteriormente la maduración depende de una serie de factores tales como: alimentación, temperatura, luz (intensidad, fotoperíodo) y factores hormonales intrínsecos de cada especie.
En áreas geográficas donde las fluctuaciones estacionales de temperatura son muy marcadas, la maduración en cautividad se debe realizar en instalaciones cerradas con control de temperatura.
En esa instalación se deben colocar tanques que pueden ser redondos o rectangulares de 3 a 5 m2 de superficie y una altura de columna de agua entre 0,6 y lm. Sobre los mismos se debe colocar una batería de tubos fluorescentes de 40W o más, colocada a 0,6-lm de distancia de la superficie del agua (Figura 9).
Es conveniente utilizar tanques de fibra de vidrio ya que es de fácil limpieza, en caso de no ser posible utilizar este compuesto se deberá recubrir las paredes de los tanques con varias capas de pinturas “epoxy”.
Los tanques deberán armarse de manera que permitan una circulación continua de agua con una capacidad de recambio diario hasta 4 veces el volumen del mismo. Es importante conocer el comportamiento de la especie con la cual se trabaja a fin de acondicionar los tanques con el fondo más adecuado, éste podrá ser de conchilla y arena, con sistema de filtro interno para especies que se entierran como P. vannamei, P. japonicus, Pleoticus muelleri; o con fondo de conchillas y sistema de filtro para especies que no lo hacen como Peaneus stylirostris, P. monodon, Artemesia longinaris.
Figura 9. Esquema de un tanque de maduración de 3 m de diámetro con fondo de conchilla, arena y circulación continua de agua.
En todos los casos el agua debe ser filtrada por medio de un sistema de filtros, por ejemplo, de arena o tierra de diatomeas. Una vez llenos los tanques, se colocan los animales ablacionados, teniendo la precaución de utilizar ejemplares de edad superior a los 8 meses, la relación óptima entre machos y hembras es 1:1 – 1:3.
La iluminación dependerá de la especie con la cual se trabaje, debiendo ser el fotoperiodo superior a 13 horas luz. La temperatura del agua para especies tropicales podrá variar entre 25 y 30°C para las de aguas templadas, de 18 a 23°C, en todos los casos es conveniente que la salinidad se encuentre entre 25 y 35°C.
La alimentación deberá ser ad libitum y podrá consistir en una dieta natural combinada con partes iguales de mejillón, poliquetos y calamar suministrada diariamente en tres veces; otros alimentos que se pueden utilizar son camarón, almejas, ostras, de acuerdo con la disponibilidad en la región y dietas pelletizadas.
Se deberá efectuar un control diario de los estadios de maduración gonadal con el objeto de retirar de los tanques las hembras maduras e impregnadas, colocandolas en los recipientes de desove.
Para una mayor información, la Tabla 1 muestra las técnicas de maduración gonadal utilizadas en distintas especies.
| Especie | Densidad(ej./m2) Rel.sexos | Peso (g) | variables ambientales | Dieta | Desove Node huevos | Viabilidad % | |||
| Hembras | Machos | T(°C) | S(%) | pH | |||||
| P.setiferus (a) | 6,5 | - | - | 22–29 | 22–30 | 7,5–7,9 | Poliquetos | 190.000 | No |
| Calamar | |||||||||
| Ostras | |||||||||
| Mejillones | |||||||||
| P.monodon (b) | 50–130 | 35–60 | Pellet-Troca | 50.000/600.000 | 95 | ||||
| P.stylirostris | 3 | 30–40 | - | 24–29 | 35 | 8,2 | Pellet-calamar | 70.000/100.000 | 50 |
| P.vannamei | 1:1 | 30–45 | - | Pellet-calamar | 60.000/200.000 | Variable | |||
| P.monodon (c) | 4–6 | 90 (minimo) | 45 (mínimo) | 24–30 | 28–34 | 7,5–8,5 | Pellet-mejillon | 307.000 | 37 |
| 1:1, 5 | |||||||||
| P.monodon (d) | 4 | 104 | 50 | 24–26 | 30–34 | 7,8-8,1 | Mejillón | 277.400 | 98 |
| 1:1 | |||||||||
| P.stylirostris (e) | 6,9 | 34–50 | 34–50 | 24–30 | 28,6 | 6,8-8,8 | Almeja | 176.000 | 50 |
| P.vannamei | 1:1 | 25–42 | 25–42 | Camarón | no consigna | Si | |||
| Calamar | |||||||||
| Poliqueto | |||||||||
| P.paulensis (f) | - | 44–70 | 27–42 | 24–27 | 33–35 | 7,8-8,2 | Almejas | 1000/116.500 | 84 |
