5. APOYO A LA ACUICULTURA EN PANAMA

Debido a la significancia que tienen los aspectos de nutrición y alimentación de larvas en los cultivos de crustáceos por su importancia en los sistemas semi intensivos e intensivos, en términos de costos de operación y sus efectos directos sobre la producción, y después de evaluar los métodos y técnicas de alimentación adoptados por algunos países para la producción masiva de postlarvas, se decidió apoyar una serie de investigaciones en la República de Panamá tendientes a establecer la mejor estrategia de alimentación larval para camarones de agua dulce y salobre. En estos términos, se apoyaron los siguientes proyectos:

• Efectos de la utilización de diferentes regímenes de alimentación aplicando alimento artificial en la producción larval de Macrobrachium rosenbergii.

  Investigador Principal:

  Lic. Biól. Edilda E. de Morcillo
  Jefe del Laboratorio de Carrasquilla
  República de Panamá

• Efecto de la utilización de diferentes dietas aplicando alimento seco micronizado en la producción larval de Penaeus vannamei.

  Investigador Principal:

  Lic. Biól. Vielka Morales de Ruiz
  Jefe de la Estación de Maricultura del Pacífico
  Puerto Vacamonte, República de Panamá

A continuación se presentan los resultados obtenidos durante el desarrollo de las investigaciones citadas. La información incluida es responabilidad total de los autores de la investigación y solamente se hicieron los cambios necesarios de edición y estilo para su publicación.

5.1. EFECTOS DE LA UTILIZACION DE DIFERENTES REGIMENES DE ALIMENTACION APLICANDO ALIMENTO ARTIFICIAL EN LA PRODUCCION LARVAL DE Macrobrachium rosenbergii

Edilda E. de Morcillo, Arcelia K. de Clunie, Azucena B. de Velotti, Martín Rivera, Bertran Montes y Arístides Frías. Laboratorio de Carrasquilla.

5.1.1. Introduccion.

A través de los años se han desarrollado alternativas de alimentación para larvas de Macrobrachium rosenbergii que complementan y disminuyen el uso de nauplios de Artemia spp, cuya disponibilidad es limitada y su importación es costosa.

Esta investigación pretende encontrar un alimento artificial formulado con ingredientes accesibles y de bajo costo que supla las demandas energéticas de las larvas de M. rosenbergii y reduzca los costos de alimentación durante la fase larval.

5.1.2. Materiales y métodos.

La experiencia se realizó en el Laboratorio Larvario de Carrasquilla, ubicado en la Ciudad de Panamá, perteneciente a la Dirección Nacional de Acuicultura del Ministerio de Desarrollo Agropecuario de la República de Panamá. Se probaron 6 tratamientos y una dieta testigo con 3 réplicas por tratamiento. Los ensayos se realizaron en tanques de fibra de vidrio con capacidad de 500 litros.

5.1.2.1 Animales Experimentales.

Se colectaron 60 hembras ovígeras que fueron aclimatadas a 12 ‰ de salinidad y desinfectadas con formalina (250 mg/1) durante 30 minutos. Estas hembras fueron colocadas en dos tanques plásticos circulares con 200 litros de agua salobre (12 ‰), a 28°C y con aireación constante.

Los desoves se colectaron utilizando mallas de 100 micras. Posteriormente se realzó un conteo volumétrico de la población y se colocaron en cada tanque aproximadamente 28,000 larvas en un volumen de 350 litros para obtener una densidad de 80 larvas por litro.

5.1.2.2. Calidad y Manejo de las Aguas.

El agua de mar utilizada fue llevada en tanques plásticos y filtrada a través de mallas de 250, 200 y 100 micras sucesivamente. Recibió un tratamiento de desinfección durante 24 horas con 4 mg/litro de Hipoclorito de Calcio (CaOCl). Los metales pesados fueron tratados con 10 mg/litro de E.D.T.A. (Versene).

El agua dulce fue obtenida del acueducto municipal, previo tratamiento de declorinación con tiosulfato de Sodio en proporción de 1:1.

El agua salobre (12 ‰) se preparó en una pileta de distribución con calentador (28°C).

Diariamente se limpiaron los tanques de cría, se extrajeron los sedimentos y se recambió el 50% del volumen del agua. Las dificultades para mantener altos volúmenes de recambio diario (50%) precisó la eliminación de los tanques cuya sobrevivencia de crías fuera igual o inferior al 10%.

5.1.2.3. Preparación y Manejo del Alimento.

Como alimento vivo se utilizaron nauplio de Artemia spp. recién nacidos. La harina de camarón se obtuvo de una mezcla de camarón entero y fresco donde predominaba la especie Trachypenaeus birdi. Este camarón fue cocido por 15 min a 80 ° C y colocado en un horno solar por 5 días a 30–32°C. Luego fue molido y cernido en los tamaños de 106, 150, 250 y 355 micras. Las partículas muy finas se utilizaron en la elaboración del microencapsulado a base de harina de camarón.

Los ingredientes de los microencapsulados se mezclaron durante 3 minutos en una licuadora y se cocieron a baño María durante 30 minutos. Los alimentos fueron sometidos a análisis químicos para determinar su composición proximal; la proteína cruda se obtuvo por el método de Macrokjeldahl (N × 6.25). Los análisis de grasa, fibra, ceniza y humedad se realizaron a través de los métodos propuestos por la A.O.A.C. (1975). En la Tabla 1 se presenta la formulación y costos de los alimentos probados y en la Tabla 2 se incluyen los resultados de los análisis bromatológicos respectivos.

5.1.2.4. Parámetros Físicos, Químicos y Biométricos.

Se tomaron registros de salinidad (‰) y temperatura (°C). Los análisis de amonio (NH₄), nitritos (NO₂) y pH se realizaron cada 8 días por medio de pruebas colorimétricas.

Una muestra aleatoria de 10 larvas de cada tanque de cría se observó diariamente y se determinó el cambio de estadio, la longitud estándar (mm) y el peso promedio (g). Cada 3 días se determinó el porcentaje de sobrevivencia en cada tanque a través de un recuento volumétrico.

5.1.3. Resultados.

Los valores de temperatura, pH, salinidad y nitrito no presentaron variaciones entre los tratamientos aplicados, sin embargo se observó un incremento en los valores de amoniaco (NH₃, mg/1) en los tratamientos 3 y 4 (Tabla 3).

El tiempo, peso, talla y sobrevivencia por estadio se muestra en la Tabla 5 y Figuras 1 y 2. Los únicos tratamientos que finalizaron en la etapa de postlarva 1 fueron los que utilizaron microencapsulados de pescado y camarón. El tratamiento control sin alimentación y la dieta 5 murieron en etapa de zoea II y IV respectivamente. La mayor tasa de sobrevivencia promedio se obtuvo en el tratamiento 2. La tabla 4 presenta los costos de alimentación de los tratamientos 1 y 2.

5.1.4. Discusión y conclusiones.

Coelho, Porto y Soares en 1981 mencionan que los niveles óptimos de amoniaco (NH₃) para el cultivo larval del Macrobrachium rosenbergii deben ser menores de 0.6 mg/1; arriba de 1.5 mg/1 comienza el rango subletal y por encima de 2.5 mg/l ocurre la mortalidad de todas las larvas.

Los tratamientos 3 y 4 presentaron altos niveles de amoniaco (NH₃) debido a la acumulación y descomposición del micronizado de camarón. Se observó además en ellos, fuerte olor, abundante espuma y turbidez de las aguas. El alimento no fue aceptado totalmente. Es posible que el tamaño de las partículas y la cantidad suministrada no fueran los apropiados ya que se ha visto que las partículas muy finas y el alimento disuelto no son consumidos por las larvas y pueden contaminar el agua (U.E.A.T. 1981). Los resultados del tratamiento 5 confirman la no aceptación del micronizado de camarón, ya que tiene un comportamiento similar al tratamiento testigo sin alimentación (Figura 1).

Considerando el alto valor protéico de los nauplios de Artemia spp., se puede concluir que la dosis aplicada al tratamiento 6 fue muy baja, ya que no completó la metamorfosis llegando sólo hasta zoea VIII. La prueba T de Student nos revela que no existen diferencias significativas al nivel del 0.05 en cuanto al porcentaje de sobrevivencia de los Tratamientos 1 y 2.

Para los efectos de producción, el porcentaje de sobrevivencia es el parámetro fundamental, ya que el producto se vende por unidad y no por talla o peso. El tratamiento 2 obtuvo el mayor porcentaje de sobrevivencia y no hay diferencias significativas en cuanto a los costos de alimentación de ambos tratamientos, sin embargo, al incluir el resto de los insumos y recursos necesarios en la producción larval este costo aumenta significativamente debido al mayor tiempo de metamorfosis que necesita este tratamiento.

5.1.5. Literatura citada

A.O.A.C., 1975. Official Methods of Analysis of the Association of Analytical Chemists, A.O.C., Washington, D.C. 1094 p.

Coelho, A.P., Porto, M.R. y Soares, C.M.A., 1981. Cultivo de Camaroes do Genero Macrobrachium BATE (Decápodo Palaemonidae) No Brasil. Boletin Técnico No. 06 Julho/1981. Empresa de Pesquisa Agropecuária do Rio Grande de Norte S/A. pp. 23–24.

U.E.A.T., 1981. Cultivo del camarón de agua dulce Macrobrachium rosenbergii, Guayaquil, Ecuador, Dirección del Servicio de Información técnica, 137 p.

Tabla 1. Formulación y Costos (1/) de los Alimentos Microencapsulados.

(1/) Los costos están calculados en base a los precios locales (Abril a Junio de 1988).
NOTA: Una preparación de 12 huevos enteros corresponde a 664 g de Microencapsulado depescado y 676 g de microencapsulado de camarón.
(*) Klim-elaborado por Borden.
(**) Cerelac-elaborado por Nestlé.
(***) Cichla ocerallis.
(****) Camarón carabalí (Trachypenaeus birdi).

Tabla 2. Análisis Bromatológicos.

(*) Métodos de la A.O.A.C. (1976).
(**) Valor de proteína cruda corregida por Quitina.

Tabla 3. Valores promedlo, máximos y mínimos de los parámetros analizados en los tratamientos estudiados.

Tabla 4. Costos de alimentación de los tratamientos que concluyeron la metamorfosis

Tabla 5. Días de Cultivo, Peso, Talla y Sobrevivencia por Estado Larval de los Tratamientos

Figura 1.
TASA DE SOBREVIVENCIA POR ESTADIO LARVAL

Figura 2
DIAS DE CULTIVO POR ESTADIO LARVAL

5.2. EFECTOS DE LA UTILIZACION DE DIFERENTES DIETAS APLICANDO ALIMENTO SECO MICRONIZADO EN LA PRODUCCION LARVAL DE Penaeus vannamei.

Vielka Morales R., Virginia Quirós R., Ingrid Saínz de Méndez y Edgardo Sousa S. Estación de Maricultura de Pacífico, DINAAC-MIDA, República de Panamá.

RESUMEN.

Se realizaron 4 ciclos de cultivo larvario con el fin de determinar si el alimento micronizado hecho a base de Penaeus vannamei podría ser un substituto o un suplemento del alimento Artemia salina. Los tres primeros ciclos se basaron en 6 dietas experimentales, utilizando artemia, levadura y algas. Las dietas utilizadas fueron: dieta testigo At (algas, levadura y artemia); dieta A1 (alimento micronizado, levadura y artemia); dieta A2 (alimento seco micronizado, algas y artemia); dieta A3 (alimento seco micronizado, algas y levadura); dieta A4 (alimento seco micronizado); dieta A5 (50% dieta testigo y 50% alimento micronizado). En el cuarto ciclo solo se compararon la dieta testigo, con la dieta A3 y la dieta A5. La concentración larval fue de 60 larvas/1, utilizando tinas circulares de 500 l. Los tratamientos tuvieron tres réplicas en cada ciclo. El alimento micronizado se empleó en tamaños de 45, <150, <350 micras. Las algas utilizadas fueron Chaetoceros gracilis y Tetraselmis chuii, en un rango de 10 a 70 × 10³ cel/ml. La levadura usada fue Fleischman Yeast 7B, a una concentración de 1g/m³ y artemia de Utah a razón de 3 a 15 nauplios por mysis o post-larvas de camarón. Para los tres primeros ciclos el alimento seco micronizado se proporcionó a una concentración de 0.1 mg/larva, y para el cuarto ciclo, de 20%, 15%, y 10%; y de 15% y 10% de incremento para el tercer y cuarto ciclo respectivamente. En el primer ciclo se alimentó en base a la sobrevivencia diarias, el el segundo, tercer y cuarto ciclos, la alimentación fue proporcionado asumiendo una sobrevivencia diaria del 100%. De todos los ciclos las mejores sobrevivencias se obtuvieron en las dietas A3-15% (71.46%) y A3-10% (71.46%) de los ciclos 3 y 4 hasta pl-1, presentando a su vez los costos más bajos, con una diferencia por millar de postlarvas de US $0.35 y US $0.27 respectivamente, con respecto a la dieta testigo de cada ciclo.

5.2.1. Introduccion.

Hoy día existen muchos estudios sobre alimentación larval de peneidos en laboratorio, casi todos enfocados a especies tales como Penaeus monodon, P. merguiensis, P. indicus, y P. semisulcatus (Alikunhi et al., 1980; Hameed Ali et al., 1982; Jones, et al., 1987) y otros como P. vannamei, P. stylirostris, P. aztecus y P. setiferus (Kuban et al., 1985; Jones et al., 1987). En los laboratorios de Panamá, como en otros países de América Latina dedicados a la cría de larvas de peneidos, se requiere de una inversión muy costosa ya que en sus sistemas de alimentación se utilizan organismos vivos tales como algas, rotíferos y artemia, los cuales pueden tener fluctuaciones en el valor nutricional (Simpson et al., 1982; Jones et al., 1987), encareciendo por ende el costo de las postlarvas producidas. Por otro lado, existe la creciente necesidad de reducir los costos de producción, tratando de sustituir el alimento vivo por alimento de calidad similar, pero con ventajas económicas.

Se ha mencionado que el tejido húmedo de crustáceos en suspensión puede ser utilizado como único alimento para todos los estadios larvarios de camarón (Hamed y Dwivedi, 1982). Por otro lado, se ha demostrado por muchos años que se pueden alimentar las postlarvas de peneidos exitosamente con alimentos artificiales (Shigueno, 1975). Las primeras pruebas de uso de micronizados con resultados satisfactorios para larvas de crustáceos, fueron realizadas por Jones (1974) y confirmadas por Kanazawa et al. (1982). Sin embargo, es importante tener un estricto cuidado en la preparación y procesamiento de los crustáceos que se utilizan como alimento micronizado (Hameed Ali, 1978; Simon, 1981, Lewis et al., 1982). Recientemente se ha probado que las larvas de camarones peneidos se pueden criar usando dietas artificiales a base de microencapsulados desde los primeros estadios de protozoea a post larvas (Jones, 1984).

En base a las experiencias obtenidas por Tacon (1986) en las Filipinas, se elaboró la presente investigación con el fin de encontrar una dieta sencilla y barata usando como materia prima productos locales aprovechables disponibles regularmente y a bajos costos, lo cual beneficia a pequeños laboratorios (Kung Vankij et al., 1986). Hameed Ali (1982) recomienda el uso de crustáceos en forma de alimento micronizado por la cantidad de nutrientes presentes en ellos, similares a los requerimientos de las larvas. En el presente estudio se utilizó camarón rechazado por las plantas procesadoras, debido a su bajo costo y gran disponibilidad en cualquier época del año, substituyendo parcial y totalmente a la artemia en la producción de postlarvas de P. vannamei.

5.2.2. Materiales y metodos.

Se realizaron 4 ciclos larvarios del camarón P. vannamei. El primero tuvo una duración de 12 días hasta alcanzar PL1. Se utilizaron 5 dietas experimentales y una testigo, ésta última ha sido utilizada en la estación de Maricultura del Pacífico, Panamá, durante dos años, siguiendo el esquema de alimentación de la Tabla 1. Cada tratamiento tuvo tres réplicas, a las diferentes dietas se les asignó la letra “A” con un subnúmero, mientras que la dieta testigo se identificó como “At”.

En la elaboración de la dieta a base de harina de camarón micronizado, se utilizó el camarón pequeño por su bajo costo y disponibilidad en cualquier época del año, éste camarón es rechazado en las plantas procesadoras por poseer una talla inferior (80–120/lb).

Para obtener el micronizado de camarón con exoesqueleto, se calculó el rendimiento de 18 kg de camarón húmedo, el cual fue lavado, hervido por 15 minutos a 80°C y finalmente secado en un horno solar a 35°C por 72 horas según Santamaría y Santamaría (1985). Una vez seco, se trituró en un molino de placas B&S ABD NO. 2044 y la harina obtenida se tamizó con la ayuda de un cernidor eléctrico en diámetros de 45, 150, 250, 355 micras, para la clasificación del micronizado. El producto retenido en el primer tamiz se volvió a moler hasta obtener el tamaño deseado de las partículas. Las Tablas 2 y 3 muestran el rendimiento total en sus diferentes tamaños. El valor del camarón húmedo fue de USD $ 1.10/kg (Agromarina de Panamá). Para el micronizado sin exoesqueleto, se utilizaron 15 kg de camarón fresco que fueron pelados para su posterior procesamiento, siguiendo los pasos detallados anteriormente para obtener su rendimiento (Tablas 4 y 5).

El análisis bromatológico de los micronizados se realizó en el Laboratorio de Nutrición Animal de la Facultad de Agronomía de la Universidad de Panamá, utilizando el método de macrokjeldhal para la proteína cruda (N × 6.25) y para los análisis de grasas, fibras, cenizas, quitina y humedad, siguiendo la metodología de la A.O.A.C., 1975 (Tabla 6).

Las algas utilizadas fueron Chaetoceros gracilis desde 10 hasta 50 × 10³ cel/ml obtenidas de cultivos contínuos en el medio “F” de Guillard. Los quistes de artemia de Utah fueron incubados a una salinidad de 36‰ durante 24 horas y suministrados a razón de 3 a 15 nauplios por larva; la levadura Fleishman Yeast 7B fue diluída previamente en agua destilada a una tasa de 1 g/m³. En el ciclo 1 se proporcionó el micronizado a una concentración inicial de 0.1mg/larva, cantidad que se incrementó gradualmente en un 20%/día (Tacon, 1986) (Tabla 7). Del segundo al cuarto ciclo, la alimentación se aplicó suponiendo una sobrevivencia diaria del 100%. En el segundo ciclo se mantuvo la misma concentración de 0.1 mg/larva, el mismo incremento diario de 20% y utilizando las cinco dietas (A1 - A5).

En el tercer ciclo, la concentración fue la misma, variándose el incremento en 20%, 15% y 10% diario (Tabla 8), utilizando las dietas A2, A3, y A5, ya que las otras dos dietas no dieron buenos resultados. En el cuarto ciclo, la concentración del alimento fue de 0.05mg/larva, con un incremento de 15% y 10% (Tabla 9) aplicados a las dietas A3 y A5, que fueron las que mejores resultados presentaron en le ciclo anteriór. Además del alimento seco micronizado a base de camarón con exoesqueleto, en este ciclo se probó también el preparado con camarón sin exoesqueleto.

Aunque se consideró un 100% de sobrevivencia para la alimentación en los tres últimos ciclos, se llevó un registro diario de supervivencia y crecimiento larval durante los experimentos.

Se trabajó bajo techo con tinas circulares plásticas de color naranja con capacidad de 500 litros c/u. Se utilizaron piedras porosas para la aireación de cada tina. Los nauplios de P. vannamei provinieron del laboratorio de Agromarina de Panamá, producidos a partir de hembras maduras colectadas en el mar o maduradas dentro del laboratorio, y se sembraron a una densidad de 60 larvas/l aproximadamente, con una densidad inicial de 24,000 larvas/tina. Los nauplios en estadio 6 se sembraron en un volumen inicial de 200 litros, aumentándose 501/día hasta llegar a un volumen final de 400 litros, momento en el que ocurrió el cambio a Z₂. A partir de este volumen se hicieron recambios diarios del 50% hasta PL1. En lugar de calentadores se cubrieron las ventanas del laboratorio con plástico translúcido, logrando así temperaturas que fluctuaron entre 25.5 y 30°C. Se llevó un registro de la calidad del agua como salinidad, temperatura y pH, analizándose cada tres días el NO₂ y NH₄.

Las dietas se suministraron en porciones de 4 partes iguales diariamente, a las 9:00, 13:00, 18:00 y 24:00. La distribución de cada ración tomó aproximadamente 30 minutos para todas las tinas. La concentración del alga se mantuvo de acuerdo a la distribución ya establecida.

El recuento, crecimiento y sobrevivencia de las larvas se evaluó diariamente durante los 12 días de cada experimento. La fórmula utilizada para obtener el porcentaje de sobrevivencia fue:

Sobrevivencia %= 100(Total larvas contadas en No. de días/recuento larval más alto)

A los resultados de sobrevivencia y longitud se les realizó la prueba de ANOVA de una vía al 0.05% de confianza. A aquellas dietas que mostraron diferencia significativa se les realizó la prueba de Duncan para conocer la diferencia entre las medias (Duncan, 1955: Parker, 1979).

Los costos de operación se estimaron en base a los gastos de la Estación de Maricultura, éstos se calcularon de acuerdo al volumen de 400 l y se extrapolaron a 9000 l.

5.2.3. Resultados.

5.2.3.1. Primer ciclo.

En la Tabla 10 se muestran los resultados promedio obtenidos para el primer ciclo con respecto a longitud, sobrevivencia, cantidad de alimento utilizado, costo por dieta y el costo por millar de postlarvas. La mayor sobrevivencia se dió en la dieta A5 con 50.47%, seguida de las dietas A2, A3 y At (testigo). Las dietas A1 y A4 no terminaron la metamorfosis, llegando sólo hasta M₁-M₂, a los 12 días.

El análisis de varianza de una vía aplicado a la sobrevivencia indicó una diferencia significativa (P<0.05) entre los promedios de los diferentes tratamientos, y se demostró que no hay diferencias significativas entre las dietas At, A2, A3, y A5, mientras que las dietas A1 y A4 no presentan diferencia entre si, pero sí con el resto de las dietas. Así mismo, el análisis de varianza de los datos de longitud promedio, indicó que no hay diferencia significativa entre los valores obtenidos en los diferentes tratamientos (Tabla 10).

El análisis bromatológico de la harina de camarón presentó un alto contenido de proteína y calcio y bajos niveles de lípidos, asegurando mayor sobrevivencia y crecimiento en las larvas de camarón (Tabla 6). Los valores promedio de los parámetros ambientales se mantuvieron en pH 8.33, salinidad 36.20‰ y temperatura de 27.68°C (Tabla 11). En las Tablas 12 y 13 se incluyen los costos de operación calculados para las diferentes dietas.

5.2.3.2. Segundo ciclo.

Los resultados promedio de longitud, sobrevivencia, cantidad de alimento utilizado y parámetros ambientales se presentan en la Tabla 14. La sobrevivencia más alta la presentó nuevamente la dieta A5 con un valor promedio de 70.3%. Le siguieron las dietas At, A3 y A2. Las dietas A1 y A4 no presentaron buenas sobrevivencias ni completaron la metamorfosis, existiendo una diferencia significativa con respecto a las otras dietas. La temperatura fue muy constante con promedio de 28.4°C, mientras que el pH y la salinidad estuvieron más bajo de lo normal. En cuanto a la longitud, se observó que las larvas alimentadas con las dietas At, A2, A3 fueron significativamente mayores que las de la dieta A5 (P<0.05) (Tabla 15). En las Tablas 16 y 17 se incluyen los costos de operación de las diferentes dietas.

5.2.3.3. Tercer ciclo.

Los datos de sobrevivencia, longitud promedio, alimento utilizado, costos por millar de postlarvas se indican en la Tabla 18. El análisis de varianza en los datos de sobrevivencia indicaron que no hay diferencia significativa entre los tratamientos. Con respecto a las longitudes, se observa que el mayor crecimiento se obtuvo con la dieta A3-10%, no siendo significativamente diferente con la dieta At. En cuanto a los parámetros físico-químicos, éstos se mantuvieron bastante constantes, con valores promedio de 27.5°C, 32‰ de salinidad y pH 8.5 (Tabla 19). Los costos de operación de las dietas se incluyen en las Tablas 20 y 21.

5.2.3.4. Cuarto ciclo.

Los datos promedio de longitud, sobrevivencia, cantidad de alimento utilizado, costo por dieta y costo por millar de postlarva se muestran en la Tabla 22. La sobrevivencia más alta a los 10 días de desarrollo larval fue de 76.08% en la dieta A3-10%s (sin exoesqueleto), siendo una de las dietas que llegó a M₃-PL1; La dieta A3-15%s (sin exoesqueleto), dió una sobrevivencia mayor que la anterior (79.59%), pero las larvas sólo llegaron hasta M₃. Le sigue A3-10% con exoesqueleto que llegaron hasta M3-Pl1, lo mismo que la dieta A3-15% con exoesqueleto. Por último, las larvas de la dieta At tuvieron una sobrevivencia de 66% (Tabla 22). Las dietas A5 en general presentaron bajas sobrevivencias y solo llegaron hasta los estadios de M₁ y M₂. El análisis de varianza mostró que no hay diferencia significativa entre las dietas A3 y la testigo, mientras que sí las hay con las dietas A5.

Con respecto a las longitudes promedio, el mejor crecimiento fue obtenido con la dieta At, el cual no tuvo diferencia significativa con el de las dietas A3-10% y A3-15s. Las otras dos dietas (A3-15 y A3-10s) no fueron diferentes entre ellas, pero sí con la At (Tabla 22). La temperatura promedio fue de 29°C, el pH de 8.5 y la salinidad de 30.6% (Tabla 23 ). Los costos de operación se especifican en las Tablas 24 y 25.

5.2.4. Discusión.

Se ha demostrado que el alimento artificial en forma de microencapsulados, puede utilizarse en la alimentación de larvas de crustáceos, como un suplemento de las microalgas y como reemplazo total del alimento vivo, como es el caso de la artemia (Jones et al., 1984; Kuban et al., 1985; Jones et al., 1987). Sin embargo, los microencapsulados tienen costos muy altos en el mercado y son difíciles de elabor en el laboratorio. Por otro lado, la Artemia salina es un recurso que aparte de tener altos precios, muchas veces es difícil de conseguir. Por éstas razones, es importante encontrar fuentes alternas de alimentos para larvas de camarón que sustituyan adecuadamente a la artemia y productos elaborados con alta tecnología. En el presente estudio, el micronizado a base de harina de camarón secado al sol y molido hasta tamaños deseados, demostró poseer un alto porcentaje en proteínas (56.6%) y bajo contenido de lípidos (4.07%) en comparación a la composición de los nauplios de artemia que contienen 55.21% de proteina y 12.53% de lípidos (Tobías et al., 1982), estos factores se relacionan al crecimiento y sobrevivencia de las larvas de camarón (San Feliu, et al., 1987). Además, es importante señalar que los nauplios de Artemia son deficientes en calcio y fósforo (Legler et al., 1986), mientras que el análisis del micronizado indicó un alto valor de calcio y fósforo.

5.2.4.1. Primer ciclo.

El micronizado como única fuente alimenticia para larvas de P. vannamei no sustituye a la artemia, levadura ni algas. Por otro lado, la falta de algas en la dieta perjudica el desarrollo de los animales; al respecto Kuban et al. (1985), demostraron que las diatomeas son nutricionalmente importantes en la metamorfosis larval de P. vannamei. En el caso de la levadura, se observó que ésta no es esencial para las larvas y puede ser sustituída por el micronizado. En este ciclo se demostró que la artemia puede ser sustituída sin problemas por el alimento micronizado a base de camarón. Es evidente que todos los elementos juntos en la dieta para larvas de camarón permiten una mejor sobrevivencia.

En términos de costos, la relación por millar entre la dieta A3 y A5 en comparación con la dieta testigo son 57% y 59% más baratas, lo que resulta significativo al ser aplicado a grandes densidades. Desde el punto de vista operacional, se demostró también que el millar de larvas alimentadas con la dieta A5 es USD $1.64 más económica que el millar de postlarvas alimentadas con la dieta testigo.

5.2.4.2. Segundo ciclo.

En esta serie experimental se demostró que con respecto a la sobrevivencia de las larvas, el tratamiento A5 con artemia, micronizado, levadura y algas, no fue diferente de la dieta A3 sin artemia, la dieta A2 sin levadura y la dieta testigo que no incluyó micronizado, lo que indica que la artemia y la levadura pueden ser sustituídas por el alimento micronizado. Finalmente, del resultado obtenido con las larvas alimentadas con el alimento micronizado como única fuente de alimento (A4), se observa que no sustituye a las algas.

Hay que tomar en cuenta que a diferencia del primer ciclo, la temperatura en este experimento (promedio 27.68°C para el primer ciclo y 28.4°C para el segundo) jugó un papel muy importante, disminuyendo el tiempo de desarrollo larval, obteniendose como consecuencia buenas sobrevivencias. La salinidad a pesar de ser baja no afectó a los animales.

Se debe considerar también que en este ciclo, aun cuando se alimentaron con concentraciones más altas por el hecho de que se alimentó en base a una sobrevivencia del 100%, los costos por millar de larvas de la dieta sin artemia y con micronizado (Dieta A3) son USD $0.041 más económicas que los de la dieta con artemia y sin micronizado (testigo). Es lógico que la diferencia es mayor al comparar las dietas A5 y la At que tienen un diferencia por millar de post- larva de USD $ 0.037, lo que resulta significativo al ser aplicado en grandes cantidades.

Con base a lo anterior, se demostró que el mejor régimen alimenticio es el complementado con artemia, micronizado, levaduras y algas, sin embargo el alimento sin artemias (A3) y con micronizado, no tuvo diferencia significativa con respecto a la sobrevivencia y es más economico.

5.2.4.3. Tercer ciclo.

No se observó variación en la sobrevivencia de los grupos experimentales que contenían además de las variaciones en artemia, micronizado y levadura, diferentes concentraciones de alimento/mg de larva (10%, 15% y 20%), lo cual indica que cualquiera de estos tratamientos puede ser utilizado.

En relación a las longitudes, las larvas alimentadas con la dieta A3-10%, presentaron un mayor crecimiento, comprobándose que fuera de la dieta testigo, sí existió una diferencia significativa con respecto a las otras dietas.

La relación del costo de alimentación en la dieta A3-15% (con mayor sobrevivencia) con un valor de USD $0.009 en comparación con la dieta At que presentó un valor de USD $0.0046 se nota una diferencia de USD $ .037 por millar de postlarvas, lo que resulta significativo al ser aplicado a volúmenes mayores. En cuanto a los costos de operación, se puede apreciar que la mejor dieta fue también la A3-15% que dió un valor de USD $2.90 el millar de Pl, siendo más bajo que el obtenido con la dieta testigo que tuvo un costo de USD $ 3.25 el millar. Lo anterior demuestra una vez más que el alimento micronizado a base de desechos de P. vannamei, ofrece una adecuada alternativa como sustituto o suplemento de la Artemia salina.

5.2.4.4. Cuarto ciclo.

En este grupo experimental se pudo demostrar que: a) con respecto a la sobrevivencia, no hubieron diferencias entre la dieta testigo con artemia y las dietas sin artemia y con alimento micronizado, con y sin exoesqueleto, en las concentraciones de 10 y 15%. b) el hecho de que no haya habido diferencia entre las dietas con y sin exoesqueleto, indica que los materiales que lo constituyen (quitina) no son esenciales para el crecimiento de las larvas, pero tampooco las perjudican. c) las larvas alimentadas con las dietas A5, con bajos niveles de artemia, micronizado y de algas, en relación a las dietas A3, nunca llegarán al estado de postlarva, como se puso en evidencia en el primer ciclo.

Cualquiera de estas dietas es 76% más económica en relación a los costos por millar de postlarvas con respecto a la dieta testigo. Sí se comparan los costos de operación de la mejor dieta de este ciclo con la dieta testigo, se nota una diferencia de USD$0.27 a favor de la dieta A3-10%.

5.2.4. Conclusiones.

1. En este trabajo se demostró que el micronizado a base de camarón Penaeus vannamei, tiene la capacidad de substituir con éxito los nauplios de Artemia salina y la levadura durante el cultivo de larvas de P. vanamei.

2. Se corrobora que aún cuando el micronizado es efectivo y promueve una mejor viabilidad cuando se usa como substituto de Artemia salina y las levaduras, no tiene la capacidad de substituir a las algas utilizadas en el cultivo de las zoeas.

3. En términos de costos, el micronizado de camarón tiene grandes ventajas sobre la Artemia salina ya que los costos de producción son más bajos.

4. La factibilidad de uso de micronizados de camarón y su fácil disponibilidad son una alternativa adecuada, sobre todo para los productores privados, ya que no necesitan comprar el camarón para elaborar el micronizado.

5. Por último, el micronizado por su fácil elaboración puede ser preparado justo antes de su utilización, evitando con ello los problemas de almacenaje y de importación, como es el caso de productos no disponibles en el mercado local.

5.2.3. Literatura citada

Alikunhi, K.H., Mohan K., G. Ravindran N.S., Joseph, K., Pavithran, M. y Sukumaran, P., 1980. Observations on mass rearin of penaeid and Macrobrachium larvae, at the Regional Shrimp Hatchery, Azhicode, during 1979 and 1980. Bull. Dept. Fish. Kerala, 2(1):68.

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Tabla 1. Distribución de la dieta testigo de acuerdo a los diferentes estadíos larvarios y a las diferentes concentraciones de alimentos utilizados.

Che= Chaetoceros gracillis
Tetra= Tetraselmis chuii
Lev= Levadura
NAS= Nauplios de Artemia

Tabla 2. Cálculo del rendimiento del micronizado (harina de camarón), después del molido final hasta obtener el material necesario para la alimentación de las larvas.

* Valor de proteína cruda corregido por Quitina.

* % con/sin exoesqueleto.

NAS= Nauplios de artemia con 24h de eclosión.
AM= Alimento seco micronizado.
LEV= Levadura.
Costo= USD
Valores con el mismo superíndice no son estadísticamente diferentes.

ES = Error Standard

         RANGOS DE NITRITO Y AMONIO (mg/l)
NO2 = < 0.025 - 1; NH4 = < 0.1 - 5

ES = Error Standard

RANGOS DE NITRITO Y AMONIO (mg/l)
NO2 = < 0.05 - 1; NH4 = < 0 - 5

NAS = Nauplios de Artemia de 24 horas de eclosión.
AM = Alimento seco micronizado.
LEV = Levadura
Costo = USD
Los valores con el mismo superíndice no son estadísticamente diferentes.

NAS = Nauplios de artemia con 24 horas de eclosión.
AM = Alimento seco micronizado.
LEV= Levadura.
Costo= USD
Los valores con el mismo superíndice no son estadísticamente diferentes.

ES = Error Standard

RANGOS DE NITRITO Y AMONIO (mg/l)
NO2 = < 0.05 – 1 ; NH4 = < 0 – 5

NAS = Nauplios de Artemia con 24 horas de eclosión.
AM = Alimento seco micronizado.
LEV= Levadura.
Costo= USD
Los valores con el mismo superíndice no son estadísticamente diferentes.

ES = Error Standard

RANGOS DE NITRITO Y AMONIO (mg/l)
NO2 = < 0.025 – 1 ; NH4 = < 0.1 – 5