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III

Módulo de propagação artificial de “tambaqui” (Colossoma macropomum) e “pacu” (C. mitrei)

Italo A. Galvão

1 - INTRODUÇÃO

O presente módulo é um documento técnico, que descreve a tecnologia de propagação artificial de tambaqui Colossoma macropomum, direcionada à produção de 1.0 – 2.5 milhõ de alevinos. Destina-se a contribuir para com aqueles que se interessam pela produção intensiva de alevinos desta espécie, bem como a gerentes de estações que enfrentam dificultades em cualquer dos segmentos da produção.

Sabe-se que na maioria dos países originários do tambaqui, a demanda de alevinos é muito superior à que se tem conseguido nas unidades produtoras. Entretanto, as demandas regionais, embora existam, podem não ser ão expressivas a ponto de justificarem construções de centros com superior capacidade de produção. Experiências são joje vivenciadas em alguns Estados do Nordeste e Sudeste brasileiro, especificamente no Vale do Río São Francisco, onde as estações produtoras de alevinos, incluido espécies de colossoma, por heverem sido super-dimensionadas, encontram certa dificultade de escoamento de suas produções.

A tecnologia exposta foi desenvolvida e perfeiçoada ao longo de quatro anos de trabalhos simultâneos de produção e pesquisa na Unidade de piscicultura de Bebedouro, da Companhia de Desenvolvimento do Vale do São Francisco - CODEVASF, em Petrolina - PE.

Para comparar informações, utilizaram-se relatórios técnicos da Estação de Piscicultura de Betume, também da CODEVASF e o Manual TAMBAQUI E PIRAPITINGA - Propagação artificial e criação de alevinos, de autoria do Dr. Elek Woynarovich, edição CODevasf, 1986.

Como a piscicultura de alevinagem requer o exercício de pessoal especializado, procurou-se ser claro na exposição das informações, mas não foram abordados os temas amplamente divulgados, e quando foram, foi em carácter direcionado às peculiaridades da espécie ou do módulo. Do mesmo modo, adotando objetividade, foram omissos os dados biológicos não diretamente influenciáveis na produção.

2. POSICIONAMENTO, DIMENSIONAMENTO E COMPOSIÇÃO DO MÓDULO

2.1 Localização

Um dos principais aspéctos a ser considerado na escolha do local para a produção de alevinos de tambaqui, por métodos artificiais, são as condições ambientais de temperatura. Deve-se optar por uma região onde a temperatura média anual da água, sem variações pronunciadas, seja de 28°C (26–30°C). Aplicando-se o manejo adecuado, a propagação artificial de tambaqui nestas regiões hoje se realiza durante todo o ano, e-muito importante - uma mesma fêmea pode desovar duas vezes por ano.

As condições topográficas, assim como a qualidade da água, também devem se essencialmente consideradas sob aspectos econômicos e garantia de sucesso na produção.

Nos casos mais gerais, é necessário a construção de um reservatório, como segurança de abastecimento da água ás demais facilidades. Em situações de águas muito turvas, o reservatório também tem a função de contribuir para a sedimentação do material em suspensão, o que dificulta tanto visualizar o comportamento de ovulaçã das fêmeas como os trabalhos durante a incubação larvicultura. Se assim for a caso, o mesmo deve ser posicionado de modo a distribuir água por gravidade aos viveiros e ao setor de reprodução e larvicultura.

Para a construção dos viveiros, o solo não deve ser ácido para dispensar o uso de corretores de solo, mas deve ser suficientemente argiloso para impedir grandes perdas de água por infiltração.

A água ideal deve ter o pH variando entre 7.0 e 8.5; concentração de oxigênio a partir de 5.0 mg/1; alcalinidade acima de 20 mg/1 de carbonato de cálcio, desprezíveis concentrações de amônia livre e gás sulfídrico e ausência de pesticidas.

2.2 Dimensionamiento

O módulo foi dimensionado de modo a produzir 1.0 a 2.5 milhões de alevinos de tambaqui, capaz, portanto, de atender a 250–500 ha de piscicultura, sob práticas de estocagem de 5 a 10 mil peixes/ha.

Trata-se de uma estrutura facilmente administrável, devendo ser operada com elevados índices de produtividade pelo pequeno esço físico ocupado. E por sua característica modular, haja a necesidade, pode ser expandido em seus vários componentes.

2.3 Composição

As facilidades se compõem de quatro partes: reservatório, galpão de reprodução artificial, viveiros de reprodutores e viveiros de alevinagem. Mencionados componentes são de naturalezas distintas, mas são, ao mesmo tempo, interdependentes. A Figura 1 mostra o “Lay - out” dos principais componentes do sistema; a Figura 2 mostra um corte esquemático e a planta baixa do galpão de reprodução artificial.

2.3.1 Facilidades


Reservatório

Considerando-se a hipótese de bombeamento d água a partir de uma fonte independente, seja um rio ou um lago, o que em geral é o mais comum dos casos, estimou-se a construção de um reservatório de 3,200 m3 (40 m × 40 m × 2.0 m), capaz de atender ás necessidades de água a um ciclo de reprodução (desova-alevinagem). Trata-se de uma hipótese cujo valor é flexível e depende da disponiblidade de água da fonte abastecedora.

A construção deve ser realizada em terreno natural, tendo os taludes um gradiente de inclinação de 1.5. A diferença de nível entre as partes mais rasa e mais profunda deve ser de 40 cm. A altura entre a lãmina d'água e o topo do talude é de 50 cm. A elevação deve ser considerada de modo a apresentar 1.5 – 2.0 m de desnível entre a superfície da água e a superfície das incubadoras (Fig. 3-f), possibilitando um fluxo normal de água sem prejuízo de quebra dos ovos, o que geralmente ocorre sob pressão excessiva. Sendo impossível obter naturalmente esta altura, uma caixa cisterna de 20,000 litros pode ser construída nas adjacacias do galpão como alternativa de distribução de água para incubação ao nível mencionado, ficando as demais facilidades abastecidos diretamente do reservatório. A vazão necessária ao sistema é de 10 1/seg.

Para impedir a penetração de outros organismos nos viveiros (ovos de peixes, pequenos peixes) e nas incubadoras (copepodos), se faz necessária a construção de um filtro de concreto, adjacente ao talude, na parte mais profunda do reservatório com volume de 24.5 m3 (3.5 m × 3.5 m × 2.0 m) Fig. 3, a-e).

As duas paredes da frente são xonstruídas em blocos de tijolos, distantes 50–80 cm uma da outra. O espaço entre as paredes é preenchido com brita n 1, que funciona como filtro. A agua concentrada na caixa é então, utilizada para os trabalhos na estação. A caixa distribuidora deve ser coverta para impedir a incidência de luz e o consequente desenvolvimento de vegetação, e prevenir a entrada de peixes prejudiciais à produção de alevinos.

Galpão de reprodução artificial.

Para a reprodução artificial, foi projetado um galpão semi-aberto com área de 97.5 m2 (13 m × 7.5 m).

Foi reservada uma área aberta de 18.0 m2 (6.0 m × 3.0 m), para reproduçãna qual situam-se 2 tanques para reprodutores e 2 para distribução de alevinos. Os quatro tanques pussuem as mesmas dimensões, podendo, portanto, ser usados igualmente para ambos os fins.

Considerando-se a utilização de 3 fêmeas e a 4 machos por desova, os tanques são de 2 m3 (2.5 m × 1.0 m × 0.8 m). Para drenagem mais rápida, a diferença de nível entre a parte mais rasa e a mais profunda é de 4 cm. A drenagem se faz através de joelho móvel situado na parte externa do tanque (Fig. 6-a).

A área para incubação é de 12.5 m2 (2.5 m × 5 m) onde são instaladas dez incubadoras de 60 l, existindo ainda um balcão para os trabalhos de fertilização de ovos.

As demais dependências são: depósito para ração e almoxarifado, com 11.5 m2 (4.6 m × 2.5 m), depósito para apetrechos de pesca, com 6.25 m2 (2.5 m × 2.5 m), laboratório com 6.25 m2 (2.5 m × 2.5 m), administração e vendas, com 6.25 m2 (2.5 m× 2.5 m) e sanitário, com 2.5 m2 (2.5 m × 1.0 m).

Viveiros de reprodutores.

A área dimensionada é 4,500 m2 dividida em 03 (três) viveiros de 1,500 m2 (50 m × 30 m), sendo 02 (dois) para manutenção e 01 (um) para formação de plantéis.

A profundidae média é de 1.0 m, sendo 0.8 m na parte mais rasa e 1.2 m na mais profunda.

A altura entre a lâmina d'água e o topo do talude deve ser de 40 cm e o espaço entre dois viveiros é de 1.5 m.

Viveiros de alevinagem

A área reservada para alevinagem é de 3,000 m2, dividida em 06 (seis) viveiros de 500 m2 (50 m × 10 m); a profundidade média é de 1 m, com 0.8 m na parte mais rasa 1.2 m na mais profunda; o gradiente de inclinação dos taludes é 1.5; a altura entre a lâmina d'água e o topo do talude é de 40 cm e o espaço entre dois viveiros é 1.5 m.

A entrada de água para os viveiros se faz pela parte mais rasa, por canos plásticos de PVC de 4" e a drenagem é feita pela parte mais profunda, através de comportas de concreto, modelo convencional.

3 PREPARAÇÃO DE REPRODUTORES

3.1 Adquisição e manutençãdo plantel

Reprodutores de tambaqui atingem a maturação sexual a partir de quatro anos de idade. Considerando-se esse aspecto, para a primeira desova é aconselhável adquirí-los em fase sub-adulta, reserando-se, porém, um periodo de 8–12 meses para prepará-los adecquadamente á reprodução.

Até a primeira desova, machos e fêmeas são mantidos juntos nos três viveiros de 1,500 m2; depois, são separados em dois viveiros, para permitir maior espaço ás fêmeas em número menor; o terceiro viveiro é, então, utilizando com os alevinos selecionados para futuros reprodutores.

Na primeira desova, os 56 reprodutores, pesando em média 5.5 Kg (machos com 5.0 kg e fêmeas com 6.0 kg) estarão habitando um espaço suficiente de 15 m2/kg de peixe. Por ocasião do descarte, na terceira desova, o espaço habitado pelas 24 fêmeas, separadas em um viveiro de 1,500 m2, tendo estas atingido o peso médio de 9.0 kg, será de 7 m2/kg. Os 32 machos, pesando, em média, 7.5 kg, estocados em 1,500 m2, desfrutarão de um espaço suficiente de 6.0 m2/kg. Os juvenis, pesando, em média, 4.5 kg no início do quarto ano, quando são divididos nos três viveiros, estarão dispondo de um espaço de 5.3 m2/kg.

O viveiro das fêmeas deve ser dividido longitudinalmente, com telas plásticas de 2 – 5 cm de malha, em três partes iguais, para trabalhar-se respectivamente com três diferentes plantéis. A divisão longitudinal oferece ás fêmeas, acesso ás regiões mais raza e mais profunda do viveiro. Efetua-se a reparação por estágios de maturação, quando os reprodutores já se apresentem visivelmente preparados. Este procedimento reduz maior “stress” e assegura um mais longo período de desova.

O viveiro dos machos deve ser dividido em duas partes para que os exemplares já hipofisados sejam separados dos demais. O viveiro de juvenis deve ser dividido em três partes para separação dos indivíduos, por idade, em duas áreas, ficando a terceira para estocagem temporária das fêmeas desovadas. Maior espaço deve ser reservado aos juvenis maiores, e menor, aos reprodutores desovados que aí permanecerão por curto período. A seguir, descreve-se em exemplo de como deve ser operado o sistema:

Ano O: aquisição de reprodutores e distribução nos três viveiros;

Ano 1: Separação demachos e fêmeas em dois viveiros, com distribução das fêmeas, por estágios de maturação, em três lotes, no início do período de reprodução; estocagem de 70 alevinos escolhidos da primeira desova, para formação do 2 plantel de reprodutores no 3 viveiro;

Ano 2: Atividades normais;

Ano 3: Última desova e descarte dos velhos reprodutores ao final de cada desova; distribução do novo plantel nos três viveiros; estocagem de 70 alevinos na área B do viveiro de juvenis para formação do 3 plantel de reprodutores.

O descarte de reprodutores deve ser efetuado após a terceira desova, visto que na quarta maturação, é bastante reduzido o número de ovos em relação ao peso dos indivíduos, maior o número de ovos inférteis, maior o consumo de hipófise, mais difícil o manuseio dos peixes e, em geral, são mais problemáticas as desovas.

Para náo haver interrupção na produção, apenas no caso do primeiro plantel de reprodutores, as fêmeas são utilizadas até a quarta desova.

Os alevinos selecionados para reprodutores podem apresentar melhores performances sendo provenientes de fêmeas de até tres maturações. Isto também facilita a técnica de manejo proposta (Tabela 1).

Deve-se impor o mínimo de manuseio aos peixes reprodutores; por exemplo, o reajuste de raçães pode ser efetuado por simples pesagem de 3–4 indivíduos, e as amostragem podem ser bimestrais, com um criterioso aumento de ração para compensar o crescimento entre as amostragens. A época de reprodução é propícia para utilizar-se os dados das pesagens dos reprodutores e proceder ao reajuste de ração.

3.1.1 Alimento e alimentação.

Sendo hoje desconhecidos os requerimentos nutricionais das diferents espécies de colossomas em suas diferentes fases, atenta-se para o alimento natural como grande contribução na preparação dos reprodutores.

Uma dieta com 28% de proteína bruta, composta de 10% de farhina de peixe, 40% de farelo de soja, 25% de farelo de trigo e 25% de farelo de milho, tem sido usada com sucesso na alimentação de reprodutores de colossomas. Considerando-se a moderada estocagem proposta, na ausência da dieta mencionada, sugere-se o uso de raçães de aves em forma de “pelets”.

Até a primeira desova, procede-se a um arrançoamento com base em 2.5% da biomassa, reduzindo-se posteriormente este porcentual para 2.0% o alimento deve ser dividido em duas porçães iguais e administrado duas vezes ao dia.

Os moluscos que se desenvolvem nos viveiros constituem-se em excelente contribuçãnutricional aos reprodutores de tambaqui. Portanto, quando das despescas dos viveiros de alevinos, aqueles encontrados devem ser coletados para alimentar os reproductores.

3.2 Preparação e manejo de viveiros

A preparação dos viveiros se faz por aplicação de 200 kg de esterco fresco de suínos ou aves por viveiro (1,350 kg/ha), sendo este procedimento realizado 6 a 8 dias antes da estocagem. Para um aproveitamento máximo das atividades fotossintéticas e, simultáneamente, prevenir contra o desenvolvimento de macrófitas, aplica-se o esterco, bem distribuído, pela manhá, por ocasião do enchimento do viveiro.

Considerando-se a grande importância do plancton, especialmente zooplancton, na alimentação natural do tambaqui, recomenda-se observar os viveiros semanalmente, com respeito a nível de transparência e disponibilidade de zooplancton. Se a trasparência estiver abaixo de 18 cm no disco de Secchi (Fig. 9-a), deve-se efetuar renovaçãde água pela manhã, antes da incidência de luz solar, atéatingir-se a faixa supra-mencionada, pois é possível que, em tais condições, esteja ocorrendo feciciência de oxigênio. Se a transparência for superior a 30 cm, podem ser necessárias pequenas readubações, aplicando-se 50 kg de esterco por viveiro. Entretanto, antes de qualquer readubação, é importante observar o estado do viveiro com respeito á densidade de zooplancton.

Considera-se condições satisfatórias quando, por filtração de 100 litros de água em rede de plancton de 120 – 150 u de malha, obtém-se uma quantidade superior a 2.0 ml de zooplancton. Outro procedimento, baseado na prática, é movimentar horizontalmente a rede de plancton 5 vezes em forma de 8 e observar a densidade de organismos concentrados (Fig. 9-b).

4 SELEÇÃO E ACONDICIONAMIENTO DE REPRODUCTORES

Uma fêmea de tambaqui, apta á reprodução artificial, deve apresentar-se com abdômen bilateralmente proeminente (Fig. 4-a) e moderadamente flácido; papila genital dilatada (Fig. 4-b) e avermelhada. Os machos devem liberar esperma por simples compressão abdominal.

A seleção se faz na própria margem do viveiro, após um arrasto na seção das fêmeas melhor preparadas (Fig. 5).

Os viveiros de reprodutores foram projetados próximos ao galpão de reprodução artificial (Figuras 1 e 2), para que os peixes sejam transportados em puçás, diretamente dos viveiros para os tanques de desova.

Para facilitar o manejo e identificar os indíduos quando forem aplicadas as injeções, recomenda-se que os peixes selecionados sejam marcados com linhas de cores diferentes, amarradas no pedúnculo caudal.

5 REPRODUÇÃO

É importante que os tanques de desova sejam antes preparados para receber os reprodutores. A vazão é suficiente em torno de 24 1/min.; o nível da água não deve ser superior a 30 cm, a fim de que se possa observar o comportamento dos peixes até a ovulação. Após a pesagem, as fêmeas são acondicionadas nos tanques de desova, recebem as doses de hipófise e aí permanecem até a ovulação.

5.1 Aplicação das doses de hipófise.

Alguns centros de produção de alevinos têm usado, com sucesso, hipófises de Prochilodus sp e de outras espécies, além do hormônio sintético LH-RH na reprodução artificial de colossomas. Porém mais comumente usadas, por várias vantagens, são hipófises de carpa comun (Ciprynus carpio).

Antes que se prepare as injeções, é indispensável o conhecimento do peso das hipófises. Este pode ser facilmente obtido, quando as hipófises possuem tamanhos semelhantes, pesando-se uma dada quantidade em balaça analítica e obtendo-se o peso médio. Mas existem casos em que os tamanhos são bastante diversificados; neste caso, faz-se primeiramente uma separação por grupos de tamanho para obtenção dos pesos médios nos diferentes grupos.

5.1.1 Aplicação nas fêmeas

Para atingir-se a ovulação, são aplicadas duas doses de hipófises. A variação entre ambas reside na concentração administrada.

Primeira dose:

Na primeira dose, para cada kg de peixe, aplica-se 0.5 mg de hipófise diluído em 0.5 ml de soro fisiológico.

Para facilitar a maceração e a passagem do líquido na agulha, aós ligeira trituração em cadinho, adiciona-se glicerina (uma gota por cada 10 mh de hipófisis) e continua-se o movimento até que se obtenha completa maceração. Em seguida, adiciona-se gradualmente o soro fisiológico calculado, movimentando-se sempre o pistilo para homogeneizar a solução.

A aplicação se faz na base da nadadeira peitoral, com a agulha direcionada à nadadeira dorsal. É mais seguro e fácil trabalhar-se com um número de seringas equivalente à quantidae de peixes a serem injetados. Com habilidade, é possível aplicar a dose no próprio tanque, mesmo sem uso de puçá.

Segunda dose:

A segunda dose é de 5.0 mg/kg de peixe e deve ser aplicada 14 horas aós a primeira. O volume de soro fisiológico também é de 0.5 ml/kg.

Antes da aplicação desta dose, realiza-se a sutura. O material necessário consta de puçá com aro de 30 cm de diámetro, panagem de 1.5 m de comprimento, sem fundo, e malha de 1–2 cm; prancheta; tanque con água e anestésico; mesa com espuma de nylon; termômetro; toalhas; tesoura: agulhas; linha de sutura e alicate (Fig.6). Recomenda-se que o tanque de anestésico seja de 100 litros de água para manusear-se confortavelmente dois peixes de cada vez. Um anestésico comunmente usado é quinaldina (2–4 methylquinolin) à concentração de 20 ppm (2.0 ml/100 litros de água).

Tendo-se preparado as injeçães e os demais materiais, as fêmeas, uma de cada vez, são colocadas no tanque de anestésico para a sutura na “bolsa” que proteje o orifício uro-genital. Isto se realiza visando impeddir que os ovos sejam liberados na água por ocasião da ovulação. Após 3–4 minutos, sob efeito do anetésico, procede-se a sutura. A mesma solução de anestésico será usada quando da extrusão.

Omodo recomendável de suturar é em forma de “x” (Fig. 4-b), com quatro furos. Com apenas dois furos, a pressão muscular das fêmeas pode ser suficientemente forte para expulsar grande quantidade de ovos no tanque.

5.1.2 Aplicacão nos machos

É aconselhável injetar-se os machos momentos antes da 2 dose das fêmeas. Estes devem receber de 1.0 a 1.2 mg de hipófise por quilograma de peixe. A quantidade de soro fisiológico também é de 0.5 ml/kg. Não há necessidade de anestesiá-los e a aplicaçãdas injeções pode ser efetuadas no próprio tanque. É essencial colocar-se um macho injetado junto com as fêmeas, como estímulo á ovulação; este macho também servirá como doador de esperma.

5.2 Ovulação

A ovulação ocorre geralmente a partir de 240 horas-graus, que significam a soma das temperaturas obtidas a cada hora, desde a aplicação da segunda dose hormonal, pórem, são conhecidos casos de ovulação de colossomas a partir 200 horas-graus. Esta viariação está relacionada com o estágio de maturação das fêmeas, temperatura da água, quantidade e qualidade do hormônio aplicado. Os parâmetros citados são inversamente proporcionais à hora-grau obtida. Portanto, quando se realizam propagações artificiais, é indispensável acompanhar o comportamento das fêmeas desde quando se aproximam as 200 horas-graus. Cerca de uma hora e meia antes da ovulação, as fêmeas começam a inquietar-se e vibram as nadadeiras dorsal e peitoral de modo mais acentuado; posteriormente, este comportamento intensifica-se e, na maioria das vezes, a fêmeas mais ativa movimenta-se frequentemente em direção ao macho, até que finalmente esta se dirija, encoste o ventre junto ao do macho (ou de outra fêmea) e impulsione a nadadeira caudal para expulsar os ovos. Este “sinal” é indicador de ovulação e determina o momento da extrução (Fig. 7).

Em sua primeira desova, a fêmea costuma ovular parcialmente. Neste caso, recomenda-se esperar 10 minutos após o sinal supradescrito, com o objectivo de se permitir que um maior número de ovos seja liberado, e assim se possa obter maior quantidade por extrusão. Ovulações parciais também ocorrem após a primeira desova em alguns indivíduos, neste caso 30–40 minutos, associados ao comportamento da fêmea, após a primeira extrusão, é comun obter-se nova quantidade de ovos.

Ao final das desovas, no próprio tanque, os reproductores devem ser submetidos a um tratamento profilático contra ectoparasitas, consistindo de uma combinação de 2%. de cloreto de sódio e 1.0 ppm de verde malaquita, durante 5.0 minutos.

Um exemplo típico de desova de tambaqui, é descrito a seguir:

As 08.00 horas, foram selecionadas três fêmeas que, descontado o peso do puçá, pesaram 5.8 kg (fêmea no 1, marca verde); 6.0 kg (fêmea no 2, marca branca) e 6.2 kg (fêmea no 3 marca preta). Peso total 18 kg.

- Aplicação da 1 dose

A 1 dose foi aplicada às 18.00 horas. Conhecido o peso total dos peixes de 18 kg; peso médio das hipófises de 3.0 mg e a quantidade de 0.5 mg/kg de peixe a ser aplicada, foram usadas: 18 × 0.5/3 = 3 hipófises. O volume de soro utilizado foi de 18 × 0.5 = 9 ml. A fêmea no 1 foi unjetada com 2.9 ml; a no 2 com 3.0 ml e a no 3 com 3.1 ml.

- Sutura e aplicação de 2 dose

As 7:40 horas do dia seguinte, preparou-se a 2 dose, cuja concentração foi dez vezes superior à primeira, ou seja, 30 hipófises diluídas em 9 ml de soro fisiológico. As fêmeas foram colocadas em anestésico, suturadas e injetadas às 8:00 horas (fêmea no 1); 8:04 horas (fêmea no 2) e 8:08 horas (fêmea no 3). A temperatura da água registrada no momento foi de 28.5°C.

- Ovulação

As 15:00 horas, a temperatura da água registrada foi de 29.5°C. Como a temperatura média foi de 29 C, (28.5 + 29.5/2), neste momento fêmea no 1 estava exatamente a 203 horas-graus, ocasião em que passou-se a acompanhar, em volta do tanque, o comportamento de pré-ovulação.

A fêmea no 2 ovulou ás 16:36 horas; a no 1, às 16:48 horas; e a no 3, às 16:54 horas. As horas-graus obtidas foram, portanto: fêemea no 1 - 16:48 - 8:00 horas = 8:48 ou 8.8 horas;

8.8 × 29 = 255 horas - graus;
Fêmea n° 2 - 16:36 - 8:04 horas = 8:32 ou 8.53 horas,
 8.53 × 29 = 247 horas-graus;
Fêmea n° 3 - 16:54 - 8:08 = 8:46 ou 8.77 horas;
 8.77 × 29 = 254 horas-graus.

Conforme se observa, as fêmeas não obedeceram á mesma sequência de ovulação em relação à hora-grau. Como todas foram submetidas às mesmas condições ambientais e tratamento hormonal. é possível que a difereça, principalmente entre a 1 e a 2 fêmea tenha ocorrido por diferença de fase dentro do mesmo estágio de maturaçãgio de maturação.

5.3 Extrusão

Antes de se fazer a extrusão, deve-se ter ciência de que todo o material necessário encontra-se à disposição; poça, tasnque com água e anestésico, mesa com espuma de nulon, toalhas, tesoura, bacias de 20 a 25 cm de diâmetro, coletor de esperma, balança, penas e jarras (Fig. 6).

Confirmado o “sinal”, a fêmea ovulada, juntamente com um macho do tanque adjacente, são colocados em anestésico e logo inicia-se a extrusão, com as fêmeas enroladas em toalhas para impedir mistura de água com os ovos. Com vistas a possibilitar um mais eficiente índice de fertilização, recomenda-se, durante o processo, dividir os ovos de uma mesma fêmea em duas ou três bacias (não mais que 150–200 gramas por bacia).

Enquanto se efetua a pesagem dos ovos, faz-se a estrusão dos machos e dividi-se o esperma entre as bacias de ovos. Adiciona-se o esperma na proporção de 1 ml/100 g de ovos. É muito importante a atenção dedicada ao tempo em que se realiza esse procedimento. Entre a extrusão, pesagem de ovos, retirada de esperma, mistura de esperma com ovos e início da fertilização por adição de água, não se deve exceder a três minutos.

É indispensável fazer anotação do peso dos ovos, para posterior determinaçãdas quantidades a serem colocados nas incubadoras.

5.4 Fertilização de ovos

Para se obter ótima percentagem de fertilizaçã, é importante atentar para as porções de água adicionada sobre os ovos e os respectivos espaços de tempo entre estas. Poucas quantidades entre grandes intervalos de tempo resultam em baixa fertilizaçã, possivelmente devido à precária disponibilidade de oxigênio aos ovos fertilizados; ao contrár, grande quantidade de água em pouco espaço de tempo possibilita mais rápida ão do ovo e fechamento de sua micrópila, diminuindo, assim, a chance de mais alta fertilização.

O seguinte procedimento pode ser usado possibilitando satisfatório percentual de fertilização: mistura-se bem esperma e ovos, com uma pena, durante 20 segundos; em seguida adicionam-se 25 ml de água, por 200 g de ovos, movimentando-se simultaneamente a pena sobre os ovos; após 30 segundos, acrescentando-se 25 ml; após 30 segundos, 25 ml; após 30 segundos, 50 ml; após 90 segundos, 100 ml e, finalmente após 90 segundos, 200 ml. A Tabela seguinte demonstra um exemplo dentro da metodologia citada, para a fertilização de 180 g de ovos:

Peso de ovos (g)Água (ml)Tempo (seg)
18022.50
18022.530
18022.560
18045.090
18090.0180
180180.8270

5.5 Incubação de ovos e larvicultura

As incubadoras (Fig. 8) já devem estar preparadas para receber os ovos, com um fluxo aproximado de 0.8 – 1.0 1/min. Deve-se administrar cerca de 50–100 g por incubadora; isto pode ser feito utilizando-se um Beker de 100 ml para dividier igualmente os ovos de cada bacia. Ao completar 6 (seis) horas de incubação, a vazão deve ser aumentada para 4 1/min.

Logo nas primeiras 5 (cinco) horas, pode-se determinar o índice de fecundação. Porém, para que se obtenha uma maior aproximação do número de larvas conseguidas, é essencial determinar-se o índice de eclosão com 11 (onze) horas de incubação. Isto pode ser feito utilizando-se lupa binocular, com capacidade de ampliação de 20 vezes, contando-se uma pequena porção de ovos em placa de Petri, ou mesmo visualmente, com a devida prática. Quando a temperatura média da água é de 29° C, a eclosão inicia-se a partir de 12 horas (15 dias-graus), e cinco dias (cerca de 145 dias-graus) após o início da incubação, as larvas estão aptas a serem conduzidas para os viveiros.

Raramente ocorrem casos de enfermidades durante o processo de incubação e larvicultura de colossomas. Há casos, entretanto, de infestações esporádicas de fungos, especialmente Saprolegnia. O tratamento se faz adequandamente com verde malaquita, à concentração de 5 ppm (0.3 g por incubadora de 60 litros). Na prática, fecha-se a torneira da incubadora e retira-se certa quantidade de água com uma mangueira colocada por fora do filtro; adiciona-se o verde malaquita misturado com água e abre-se, em seguida, a tormeira até completar o nivel, para misturar completamente o químico com a água. Após três minutos, reabre-se as incubadortas na vazão normal de 4 l/min. Para reduzir a chance de possíveis enfermidades aos ovos e larvas, sendo viável, utiliza-se enzima proteolítica para degradar as cascas dos ovos nas incubadoras, à concentração de 0.3%. (18 g/60 1); a prática é mesma adotada para o tratamento com verde malaquita.

Antes de iniciar-se o período de desova, as facilidades de reprodução e incubação devem se desinfetadas com formol à concentração de 1%., durante 24 horas. Em seguida, renova-se a água nos equipamentos por mais 24 horas.

6 TRANSFERENCIA DE LARVAS PARA OS VIVEIROS

O transporte deve ser feito nas primeiras horas da manhãa, quando a temperatura da água é máis favorável. Em caso de diferenças de temperatura superior a 2 °C, deve-se, gradativamente, adicionar água do viveiro para o balde de larvas, para equilibrar a temperatura.

Para uma estocagem uniforme nos viveiros, transfere-se inicialmente as larvas de duas incubadoras - uma de cada vez - para um balde plástico de 40–50 litros, usando-se mangueira de 3/4". Posteriormente, estas são redistribuídas com jarra plástica de 1–2 litros para 03 baldes de 20 litros, representativos de cada viveiro (Fig. 1-g). O processo se repete até concluir-se a transferência.

A transferência de larvas requer bastante cuidado e devida atenção ao tempo, considerando-se a fragilidade dos indivíduos nesta faixa etária e a alta densidade sob a qual são submetidos.

Antes de iniciar-se a tranferência, é muito importante observar a qualidade dos viveiros em termos de rotíferos. Muitas vezes, por razões específicas, estes não respondem igualmente à adubação; neste caso deve receber maior quantidade de larvas aquele que estiver com maior número de rotíferos. A quantidade ideal é a partir de 2.5 ml/100 1 de água filtrada.

7 ALEVINAGEM

Assim como na produção de larvas, a alevinagem exige cuidados especiais. O sucesso em termos de produtividade de um viveiro, pode ser atribuído a dois fatores principais: a) preparação do viveiro, de modo a fazé-lo produzir o alimento natural que necessitam as larvas nos primeiros dias de estocagem; b) cuidados especiais desde a estocagem das larvas até a captura dos alevinos.

7.1 Preparação de viveiros

Como para a maioria das espécies de peixes, os rotíferos também são os mais importantes alimentos externos para as larvas de tambaqui na primeira semana nos viveiros, devido a seus tamanhos minúsculo, pouca mobilidade, e qualidade nutricional.

O procedimento para se obter um viveiro com adequado número de rotíferos (> 2.5 ml/100 litros de água filtrada) é semelhante ao descrito na preparação dos viveiros de reprodutores. No caso da alevinagem, administram-se apenas 120 kg de adubo por viveiro (2,400 kg/ha) e a adubação deve ser feita 5 dias antes da desova.

No dia da desova aplica-se 1.0 ppm de Dipterex (1/2 litro/ 500 m2), diluído em água e distribuído por todo o viveiro. Este inseticida é apropriado para eliminar predadores e competidores de alimento das larvas na primeira semana, principalmente copepodos e cladoceras.

Quando a temperatura da água situa-se entre 28 - 20 °C, o poder de ação do Dipterex é de cinco dias. Este período é suficiente para o desenvolvimento de rotíferos que não são afetados pelo defensivo na concentração mencionada. O período de cinco dias também corresponde ao tempo em que as larvas estarão aptas a serem transferidas para os viveiros.

Ressalta-se, entretanto, que o tambaqui é extremamente vulnerável ao Dipterex e morre á concentração de 0.5 ppm. Portanto, este calendário de preparação de viveiros deve ser seguido de modo que não seja mais necessário introduzir-se larvas em viveiros com menos de cinco dias de tratamento com o citado inseticida.

7.2 Manejo de viveiros

Semanalmente, após a estocagem das larvas, deve-se proceder ao controle dos viveiros, principalmente com relação á quantidade e qualidade de ração administrada, nível de transparência, disponibilidade de zooplancton, inoculação de zooplancton, presenza de predadores e nível de água. A figura 9 mostra os principais materiais e instrumentos utilizados durante a alevinagem.

7.2.1 Alimento e alimentação

O alimento é uma mistura de ingredientes triturados, convencionalmente usados para peixes. É indispensável a adição de pelo menos 10% de farinha de peixe, por sua importância nutricional, em seus vários aspectos. Uma fórmula comumente usada na alevinagem de tambaqui, contém 33% de proteínas e é composta de 15% de farinha de peixe, 10% de farinha de carne, 35% de farelo de soja, 20% de farelo de milho e 20% de farelo de trigo.

O arraçoamento se faz dissolvendo-se inicialmente o pó de ingredientes (partículas de 100 a 200 u) em 8–10 litros de água e distribuindo-se, em seguida, com jarra plástica por todo o viveiro, duas vezes por dia (cedo pela manhã e ao final da trade. Inicia-se com 0.5 kg/500 m2/dia, na primeira semana, a partir da estocagem, e acrescenta-se 0.5 kg a cada semana.

7.2.2 Nível de transparência

O nivel de transparência desejado em viveiro de alevinagem sutua-se entre 18 e 30 cm no disco de Secchi. Valores inferiores a 18 cm indicam necessidades de renovação de água. Isto deve ser feito nas últimas horas da noite, quando são mais baixas as concentrações de oxigênio. Transparências superiores a 30 cm, na maioria dos casos, significam pouca quantidade de alimento natural, sugerindo aumento imediato de ração e reposição de adubo.

7.2.3. Disponibilidad de zooplancton

O aumento de ração não deve ser realizado antes de se observar a disponibilidade de alimento natural, pois podem ocorrer casos de ambientes ligeiramente transparentes e existir no viveiro suficiente quantidade de zooplancton. A comprovação da existência destes organismos se faz usando-se rede de plancton dentro do mesmo procedimento citado no ítem 3.2. É importante considerar que na segunda semana de vida os mais importantes alimentos são cladoceras e nauplius de copepodos; na terceira semana, são também importantes os copepodos adultos e outros organismos, como por exemplo larvas de mosquitos e pequenos insetos do gênero notonecta.

Comprovando-se a deficiência de alimento natural, é aconselhavel duplicar a ração administrada no período até surgir nova população de zooplancton proveniente da readubação praticada.

A quantidade de adubo a ser reaplicada varia com sua qualidade e com a naturaleza do ambiente, porém em geral recomenda-se adicionar 1/3 da quantidade usada na preparação do viveiro.

7.2.4 Inoculação de zooplancton

O desenvolvimento natural de cladoceras e copepodos, quase sempre não ocorre em tempo hábil, nos casos de intensiva alevinagem. Assim sendo, é muito importante coletar estes organismos (quando viáveis nos demais viveiros) e “semear”, cerca de 100 ml de cladoceras (início da segunda semana).

7.2.5 Eliminação de predadores

Um dos maiores inimigos de alevinos em formação são as larvas da família Libelulidae (odontas). O combate a estes predadores se faz usando-se o inseticida Folidol á concentração de 0.4 ppm (200 ml por viveiro de 500 m2). En geral, as odonatas não aparecem no viveiro antes de sete dias de estocagem das larvas, possivelmente pela ação do Dipterex. Portanto, a procura por estes predadores deve ser efetuada nas margens do viveiro, utilizando-se puçá raso (Fig. 9-c) a partir de uma semana do povoamento.

7.2.6 Nivelamento d água

As águas superficiais dos viveiros no período da tarde atingem temperaturas muito elevadas, que excedem a tolerância dos espécimens, causando excessivo “stress”; portanto, os viveiros de alevinagem devem ser sempre mantidos em sua cota máxima, para dar maior espaço e permitir que os alevinos migrem para as regiões mais favoráveis, quando a temperatura na superficie estiver acima de suas exigências metabólicas.

7.3 Crescimento

Em estado de crescimento normal, os alevinos apresentam comprimento total médio de 1.5 cm, aos 10 dias; 2.3 cm, aos 20 dias e 3.0 cm, aos 30 dias.

A performance de crescimento e estado de saúde durante a alevinagem devem ser observados por captura de alguns exemplares, com puçá raso nas margens do viveiro e por observação do comportamento de alimentação dos indivíduos. Isto reduz a possibilidade de ataques de fungos, que podem aparecer quando indivíduos são concentrados em arrastos antes da despesca. A Figura 10 mostra um cronograma de operação para um ciclo de reprodução, da preparação do viveiro á despesca dos alevinos.

Prestes ao início dos períodos de reprodução, é muito importante remover o fundo dos viveiros para oxigenação e, sob ação do sol eliminar possíveis agentes patogênicos existentes na camada superficial do sedimento.

8 DESPESCA

As despescas são feitas parcialmente através de arrastos sucessivos no viveiro, cujo volume deve ser antes reduzido em 50%. Os alevinos são, em seguida, retirados com peneiras plásticas para baldes de 201 e transportados imediatamente para os tanques de contagem e distribução. A rede deve ser de 15 m de comprimento, 2.0 m de altura e malha de 0.4 – 0.5 cm.

No transporte para os tanques, a quantidade deve ser de aproximadamente, 2,000 alevinos por 10 1 de água. Após a captura da maioria dos alevinos, o viveiro deve ser drenado e o restante coletado numa gaiola acoplada ao final do cano de drenagem.

9 CONTAGEM E DISTRIBUÇÃO

9.1 Contagem

Os tanques de contagem e distribuçãdevem estar prontos, com água corrente e gaiolas, antes de receberem os alevinos. As gaiolas são de 0.8 m3 (1.0 m × 1.0 m × 0.8 m), construídas com material de nylon de 0.4 – 0.5 cm de malha e são presas num suporte de tábua para apoiar na superfície das paredes dos tantques. Para aumentar a oxigenação aos alevinos concentrados nos tanques, recomenda-se acoplar na parede interna do tanque, um cano plástico de 3/4" com pequenos furos em direção ao centro do tanque, e fazer passar por eles a água de renovação. A produção dos viveiros se obtém por contagem de três amostras retiradas de gaiola, multiplicando-se o valor da média pelo número de peneiras existentes em cada gaiola.

9.2 Transporte de larvas

Alguns testes de alimentação de larvas em incubadoras têm sido relizados com vistas a identificar o início de sua alimentação exógena e assim programar o transporte a longas distâncias, em diferentes intervalos de tempo, porém os resultados não são ainda conclusivos.

O transporte tem sido ora realizado satisfatoriamente, cinco dias a partir da incubação, obedecendo á seguinte metodologia: 1) Fechamento do fluxo de água nas incubadoras, por 10 minutos, para sedimentação do material orgânico; 2) Tansferência das larvas para um balde plástico, utilizando-se a própria tela da incubadora como filtro, para redução do volume de água; 3) Acondicionamiento das larvas em saco plástico; 4) Introdição do saco plástico num recipiente contendo água e gelo para abaixamento da temperatura até 23 °C; 5) Adição imediata de oxigênio e fechamento do saco com ligas de borrachas; 6) Acondicionamiento em isopor e lacragem com fita isolante. Em tais condições, podem ser transportadas 35 mil larvas em saco plástico de 40 litros, durante 12 horas, sendo 7 litros de água e larvas e o restante possível com oxigênio.

9.3 Transporte de alevinos.

O transporte de alevinos em sacos plásticos pode ser realizado em caixas de papelão á temperatura ambiente, via terrestre, ou via aérea, a depender das exigências das empresas. Nesta modalidade, podem ser transportados 1,000 alevinos, durante 12 horas.

O transporte de alevinos também pode ser realizado com abaixamento da temperatura, obedecendo a um procedimento semelhante ao de transporte de larvas. Nestas condições, tem sido transportado até 1,000 alevinos por embalagem (40 litros) durante 24 horas e 1,500 durante 12 horas. Trata-se de um sistema mais seguro, mas devem ser considerados maiores custos com caixas de isopor e com frete, devido ao maior volume ocupado. Este sistema é em geral, recomendado para transportes aéreos com intervalos de tempo superiores a 15 horas.

10 PARAMETROS TECNICOS E PRINCIPAIS INSUMOS DE PRODUÇÃO

O seguinte fluxorama (Fig. 11 ilustra os principais parámetros e insumos básicos, necessários á produção inicial de 1.0 milhão de alevinos.

10.1 Produção

Para 1.0 milhão de alevinos, estimou-se 40% de sobrevivência nos viveiros; 85% após a fertilização até larvas, e 75% de ovos fertilizados, sendo necessários 4.0 milhães de ovos.

10.2 Viveiros de alevinagem

Para 2.5 milhões de larvas; a uma estocagem de 200 larvas/m2, seriam necessários 12,500 m2; com 4.0 produções por viveiro, a necessidade é de 3,125 m2, ou seis viveiros de 500 m2.

10.3 Viveiros de reprodutores

Para 4.0 milões de ovos, sendo em média 500 mil ovos por fêmea na primeira desova, são necessárias 8 fêmeas; com a eficiência de ovulação prevista de 33%, são necessarias 24 fêmeas. Sendo 3 fêmeas e 4 machos por desova, são necessários 32 machos. Para os 56 reprodutores, pesando em média 456 kg, por ocasião do descarte, estimou-se um espaço de 3,000 m2.

Sob a probabilidade de 50% e estimativa de 10% de mortalidade, para a obtenção de 32 machos e 24 fêmeas, é necessária a criação de 70 peixes. Para os 63 juvenis pesando 283 kg no terceiro ano quando devem ser distribuídos nos três viveiros, o espaço considerado necessário é de 1,500 m2. A área para reprodutores é então de 4,500 m2 e foi dividida em três viveiros del, 500 m2.

10.4 Tanques de desova

Foram projetados 2 tanques de 2.0 m3 cada, considerando-se a utilização de 3 fêmeas e 4 machos por desova.

10.5 Tanques de distribução de alevinos

Estimou-se 2 tanques de 2.0 m3 cada, considerando-se a necessidade de armazenar 60–120 mil alevinos em cada unidade.

10.6 Incubadoras

São necessárias 10 incubadoras de 60 litros, considerando-se a obtenção de 500 – 1,000 g de ovos por desova e a incubação de 50 – 100 g por unidade.

10.7 Hipófise

Considerou-se um peso médio de 5.0 kg para machos e 6.0 kg para fêmeas na primeira maturação. Sendo as dosagens totais de hipífise de 1.2 mg e 5.5 mg para machos e fêmeas, respectivamente, são necessários 1,000 mg de hipófise para o primeiro ano de produção.

10.8 Adubo

10.8.1 Viveiros de reprodutores e juvenis

Aplicando-se 200 kg de esterco na preparação e uma média de 50 kg por mês nas readubaçães, o consumo dos três viveiros é de 2.250 kg/ano.

10.8.2 Viveiros de alevinagem

Aplicando-se 120 kg de esterco na preparação e 40 kg como readubação, o consumo anual dos 6 viveiros é de 3.840 kg.

10.9 Ração

10.9.1 Reprodutores

Para os 56 reprodutores, pesando 304 kg e apresentando conversão alimentar de 2.5 o consumo anual é de 760 kg de ração.

10.9.2 Juvenis

Considerando-se a criação de 70 juvenis, com um peso médio de 1.0 kg no primeiro ano e apresentando convercão alimentar de 2.5 são necessários 175 kg de ração.

10.9.3 Alevinos

Iniciando-se o arraçoamento com 0.5 kg na primeira semana e terminando-se com 2.0 kg no final da alevinagem, na quarta semana, são necessários 35 kg de ração por viveiro. Sendo os 6 viveiros utilizados a vezes durante o período de deosva, a quantidade de ração necessária é de 840 kg.

Para reprodutores, juvenis e alevinos, a quantidade de ração necessária é dde 1.800 kg no primeiro ano.

10.10 Inseticida

10.10.1 Dipterex

Sob a dosagem de 1.0 ppm (0.5 1/500 m2), sendo quatro produções por viveiro, para os 6 viveiros, são necessários 12 litros/ano.

10.10.2 Folidol

Sendo a doseagem de 0.5 ppm (0.25 1/500 m2), efetuando-se uma única aplicação por 30 dias de alevinagem, são necessários 6 litros/ano.

10.11 Insumos para o 3 ano

No terceiro ano, com o crescimento normal dos individuos são necessários 1.5 mg de hipófise. Considerando-se a hipótese alternativa mencionada a seguir, são também necessários 2.200 kg de ração, 7.000 kg de adubo, 15 litros de Dipterex e 8 litros de Folidol.

11 ESTIMATIVAS DE PRODUÇÃO

O módulo está dimensionado a operar em três diferentes níveis de produção, os quais são determinados pela fisiologia de reprodução de espécie e eficiência gerencial (Tabela 2).

11.1 Produção na primeira maturação das fêmeas

Trabalhando-se com fêmeas de primeira maturação, é mais baixa a quantidade de ovos produzidos, devido ao menor tamanho do peixe e das gônadas em relação ao corpo; neste caso, as três estimativas diferm mais pelo nível técnico nas reproduções e pelo manejo empregado nas alevinagens (1 maturação).

Embora na primeira maturação as fêmeas não apresentem ovulações tão perfeitas, a eficiência de 50% nas desovas prevista na hipótese otimista é passível de realização, se forem devidamente aplicados o manejo de reprodutores e as técnicas de reprodução.

A quantidade de ovos por incubadora é consideravelmente aumentada com a previso de melhores desovas nas estimativas moderada e otimista, mas isto não afeta os resultados de sobrevivência. Embora, pela projeção otimista, seja prevista a incubação de 75 mil ovos (62.5 g), em cada incubadora podem ser incubados até 120 mil ovos.

O aproveitamento de ovos-largas é crescente, sendo 64% para a previsão conservadora e 68% para a moderada e otimista, a depender da habilidade na fertilização dos ovos e no manejo das incubadoras.

Para a alevinagem. estima-se também um aumento de produtividade. na hipótese conservadora, o índice é de 40%, sendo de 45% e 50% para as hipófises moderada e otimista, respectivamente. Isto é factível em função dos cuidados na alevinagem e, principalmente, devido ao aumento na densidade de estocagem de 210 para 280 e 340 larvas/m3.

Considerando-se o mais baixo número de ovos produzidos pelas fêmeas em suas primeiras maturações, as desovas podem ser realizadas confortavelmente a cada 15 dias, conforme o cronograma de operação para o primeiri ano de produção (Fig 12)

11.2 Produção após a primeira maturação

No segunda desova, a quantidade de ovos produzidos por fêmea, em alguns exemplares pode representar até 15% do peso corporal. Com o ganho de peso anual de 20% e representando os ovos em média 12% do peso das fêmeas, com base em 1.2 milhões de ovos/kg, as fêmeas pesarão em média 7.2 kg e produzirão cerca de 1.0 milhão de ovos na segunda desova. Após a primeira maturação, são também mais altos os porcentuais de ovulação, e dentro da tecnologia ora descrita, 75% de eficiência nas desovas são passíveis de ocorrência.

A produção para o primeiro ano, conforme se observa na Tabela 2, é limitada pela quantidade de ovos produzidos na primeira matuarção, com 1.0 milhão de ovos por fêmea, 80% de fertilização, 85% de aproveitamento na incubação-larvicultura e 50% na alevinagem, apenas 6 fêmeas são suficientes para suprimento dos viveiros á densidade de 340 larvas/m3.

Uma alternativa para se usar um maior número de fêmeas, e consequentemente, aumentar a produçãno segundo ano, é realizar mais desovas no mesmo período, de acordo com o cronograma de operação para o 2 e 3 anos de produção (Fig. 13). Para esta hipótese, são utilizadas duas fêmeas por desova. Embora aumentada a densidade para 450 larvas/m3, o aproveitamento esperado nos viveiros é ainda de 165 alevinos/m3, mas com o aumento do número de desovas a produção passará a 2.5 milhões de alevinos (2 maturação).

Com base em experiências, densidades superiores a 350 larvas/m3, não trazem qualquer benefício, porque o alimento natural, que é essencial, torna-se escasso logo primeiros quatro dias de povoamento. O alimento artificial é nutricionalmente incompleto, portanto não favorece maiores sobrevivências. Ademais, densidades de estocagem extremadamente altas inviabilizam-se em águas tropicais com temperaturas médias 28–29 °C, devido ás mais baixas concentrações de oxigênio dissolvido, disponíveis somente a partir de fontes naturais.

Na terceira maturação, o número de ovos por fêmea é, basicamente igual ao da segunda; embora haja o ganho de peso normal de 20% há um decréscimo na quantidade de ovos para 10% de peso corporal.

O período de produção pode ainda ser entendido para todo o ano, considerando-se que una mesma fêmea pode desovar duas vezes por ano, como tem ocorrido em duas das estações da CODEVASF, onde a temperatura da água anualmente é constante, entre 26–30 °C. Mas, isto requer a aquisição de juvenis oriundos de peixes igualmente domesticados.

12 RECOMENDAÇÕES PARA ABASTECIMENTO DE HIPÓFISES

Alguns centros de produções de alevinos muitas vezes param suas atividades por falta de hipófise, que são mais disponíveis no mercado internacional. Uma alternativa para evitar-se tal problema é produzir “in loco” a quantidade necessária ao andamento normal dos trabalhos.

Conforme calculado, o máximo consumo anual de hipófise para o módulo é de 1.5 g por ocasião do descarte de reproductores.

A carpa comun (Cyprinus carpio) tem se apresentado como excelente doador de hipófise devido a seu crescimento rápido em regiões tropicais, maturação sexual em período relativamente curto, hipófise bastante desenvolvida em proporção ao corpo e eficiência comprovada em outras espécies.

O peso m dio das hipófises de carpa é de 3 mg por peixe de 1 kg. Então, para a produção de 1,500 mg seriam necessárias 500 hipófises de 3 mg. Quinhentos peixes com édia de 1 kg podem ser produzidos em 1.500 m2 no período de um ano.

A construção de um viveiro de 1.500 m2 pode ser viável, havendo dificultade de adquisição de hipófise. Em relação aos demais viveiros, representa um acréscimo de área de 14%. Em relação à quantidade de ração, o acréscimo é de 75%, porém a estrutura torna-se autosuficiente em hipófises, além de produzir 500 kg de pescado/ano.

13 USO DO MÓDULO PARA A PRODUÇÃO DE PACU (Colossoma mitrei)

Esta estrutura também se viabiliza á reprodução artificial do pacu, cujas características são semenlhantes às do tambaqui, desde o período de preparo à ão em viveiros.

Em experimentos recentemente realizados na Unidade de Piscicultura de Bebedouro, foram feitas sucessivas desovas simultâneamente com ambas as espécies, inclusive com produção de híbridos, sem diferenças estatísticas, desde a hora-grau de ovulação até a sobrevivência na larvicultura.

A única diferença considerável, reside no número de ovos por quilogrma, que é, em média, de 1,5 milhão para o pacu, e possivelmente no que representa o peso das gônadas em relação ao corpo, no momento da ovulação.

Não foi ainda experimentalmente evidenciada em termos comparativos, a eficiência de sobrevivência na alevinagem, mas ambas as espécies são, aparentemente, de igual potencial com respeito a este parámetro.

14 MANO DE OBRA

Considera-se que un técnico agropecuário de nível médio, hábil e especializado, pode executar as tarefas técnicas de uma unidade cuja área de viveiros em espelho d água é de 1,02 ha. Entretanto, se faz necessário que o mesmo receba orientações técnico-científicas, esporádicas; para isto, sugere-se uma consultoria trimestral de um especialista em piscicultura.

Para as funções administrativas, considera-se, também, necessário um técnico de nível médio em administração, o qual se encarregará da venda de alevinos, contabilidade e manutenção de registros.

As tarefas de campo podem ser executadas com o apoio de dois auxiliares com nível de primeiro grau para serviços gerais e especializados, desde o monitoramento no galpão de reprodução dos alevinos.

Durante as despescas, contagem e distribução de alevinos, há um substancial aumento de trabalho, o que requer a contratação de serviços temporários. A Tabela 3 mostra o pessoal, nível educacional exigido, tarefas a executar e tempo de execução.

APENDICES

Este capítulo contêm uma relação dos instrumentos necessários para a operação do módulo e se propoem fichas de seguimento para os principais processos técnicos, as quais têm como objetivo registrar a informação básica que permita dispo dos antecedentes de cada proceso. As fichas propostas podem ser ajustadas de acordo ás necessidades de cada unidade de produção e contêm somente os elementos mínimos recomendaveis a considerar em toda execução do registro.

APENDICE I INSTRUMENTOS NECESSÁRIOS

Manejo de reprodutores

Reprodução

Incubação e larvicultura

Manejo de alevinos

Químicos

APENDICE II

FICHA DE ACOMPANHAMIENTO DO VIVEIRO DOS MACHOS

ESTOCAGEM      /      /      
No DE INDIVIDUOS        

ADUBACAOAREA AAREA B
INICIALPOSTESTOCAGEMAMOSTRAGEMRETIRADOS P/DESOVAESTOCAGEMAMOSTRAGEMRETIRADOS P/DESOVA
DATAK GDATAK GDATANoPESO MEDIO (KG)RACAO (KG)NoDATADATANoPESO MEDIO (KG)RACAO (KG)NoDATA
                 

APENDICE III

FICHA DE ACOMPANHAMIENTO DO VIVEIRO DAS FEMEAS

ESTOCAGEM      /      /      
No DE INDIVIDUOS        

ADUBACAOAREA AAREA B
INICIALPOSTESTOCAGEMAMOSTRAGEMRETIRADOS P/DESOVAESTOCAGEMAMOSTRAGEMRETIRADOS P/DESOVA
DATAK GDATAK GDATANoPESO MEDIO (KG)RACAO (KG)NoDATADATANoPESO MEDIO (KG)RACAO (KG)NoDATA
                

APENDICE IV

FICHA DE ACOMPANHAMIENTO DO VIVEIRO DE JUVENIS

ESTOCAGEM      /      /      
No DE INDIVIDUOS        

ADUBACAOAREA AAREA B
POSTESTOCAGEMAMOSTRAGEMRETIRADOS P/DESOVAESTOCAGEMAMOSTRAGEMRETIRADOS P/DESOVA
INICIAL
DATAK GDATAK GDATANoPESO MEDIO (KG)RACAO (KG)NoDATADATANoPESO MEDIO (KG)RACAO (KG)NoDATA
                

APENDICE V

FICHA DE ACOMPANHAMENTO DE DESOVAS

DESOVAMACHOFEMEATEMPERATURA HRFECUNDECLOSAODESTIN o
NoDATANoDOSE HIPOFNoPESO1°DOSE2° DOSE2° DOSEPREDESODESOVAGRAU(%) VIVEIRO
   HRMG KGHRMGHRMG(°C)(°C)HR  HRT°C% 
                  
Fig 1

Fig. 1

LAY-OUT APRESENTANDO OS PRINCIPAIS COMPONENTES DO SISTEMA DE PRODUÇÃO

1. Estação de bombeamento d'agua; 2. Tubuluação enterrada para abastecimento; 3. Reservatorio; 4. Filtro biologico; 5. Viveiro para manutenção de reproductores; 6. Viveiro para formaçã de reproductores; 7. Galpão de reprodução artificial; 8. Dreno escavado; 9. Tubulação e descarga do viveiro; 10. Viveiros de alevinagem.

Fig 2

Fig. 2

CORTE ESQUEMATICO DA LAY-OUT E PLANTA BAIXA DO GALPÃO DE REPRODUÇÃO

Fig 3

Fig. 3

FILTRO BIOLOGICO NO RESERVATORIO, ABASTECIMIENTO D'AGUA E TRANSFERENCIA DE LARVAS.

a - b: Blocos de tijolos furados; c. Brita; d. Caixa de distribução de agua; e. Cobertura do filtro; f: Diferencia de nivel entre a superficie de agua na caixa de distribução e a superficie das incubadoras; g. mangueira; h. Balde de transferencia de larvas; j. Jarra de transferencia de larvas; i. Baldes de distribução de larvas.

Fig 4

Fig. 4

FEMEA DE TAMBAQUI APRESENTANDO OTIMAS CARACTERISTICAS PARA A REPRODUÇÃO ARTIFICIAL

a1: Abdomen prominente; a2: Papila genital dilatada; b: Sutura do orificio urogenital en forma de “X”.

Fig 5

Fig. 5

SELEÇÃO DE FÊMEAS NO LOTE DE INDIVIDUOS MELHOR PREPARADOS

Fig 6

Fig. 6

PRINCIPAIS MATERIAIS E EQUIPAMENTOS UTILIZADOS NAS HIPOFIZAÇÕES, EXTRUZÕES E FERETILIZAÇÕES DOS OVOS

a: Tanque de desoba; b: Puça; c: Balança romana; d: Prancheta; e: Tanque de anestesia; f: Espuma de nylon; g: Tolhas; h: Tezoura; i: Placa de petre con agulhas de sutura; j: Linha de sutura; k: Alicate de sutura; l: Seringa; m: Bacias; n: Coletor de esperma; o: Balança; p: Penas; q: Jarra plastica.

Fig 7

Fig. 7

REPRODUTORES NO TANQUE DE DESOVA, NO INICIO DAS OVULAÇÕES

Fêmea (a) junto ao macho (b), demostrando o “sinal” de ovulação; (c) e (d) Fêmeas antes do “sinal” de ovulação.

Fig 8

Fig. 8

BATERIA DE 10 INCUBADORAS DE 60 LITROS INSTALADAS EN ARMAÇÃO DE TUBOS DE FERRO

a: Incubadora de 60 litros; b: Filtro da incubadora; c: Tubo de PVC de 3 “e mangueira de 1.0”; d: Torneira da incubadora; e: Registro para a bateria de incubadoras.

Fig 9

Fig. 9

PRINCIPAIS MATERIAIS E INSTRUMENTOS UTILIZADOS NO MANEJO DOS VIVEIROS DE ALEVINAGEM

a: Disco de Sechi; b: Rede de zooplancton; c: Puça razo; d: Inseticida; f: Régua; g: Balde de arraçoamento ou transferencia de alevinos; h: Peneira para contagem de alevinos; i: Jarra para distribução de ração ou inseticida.

Fig 10

Fig. 10

CRONOGRAMA DE OPERAÇÃO PARA UNA PROPAGAÇÃO ARTIFICIAL

Fig 11

Fig. 11

PARAMETROS TECNICOS E PRINCIPAIS INSUMOS DE PRODUÇÃO

Fig 12

Fig. 12

CRONOGRAMA DE OPERAÇÃO PARA O 1° ANO DE PRODUÇÃO

Realização de oito reproduçôes artificiais com utilização de tres fêmeas por reprodução

Fig 13

Fig. 13

CRONOGRAMA DE OPERAÇÃO PARA O 2° E 3° ANO DE PRODUÇÃO

Realização de 10 reproduçães artificiais com utilização de 2 fêmeas por reprodução

TABELA 2

ESTIMATIVAS DE PRODUÇÃO NA 1a E 2a MATURAÇÃO DAS FÊMEAS
HIPOTESE
PARAMETROSCONSERVADORMODERADAOPTIMISTAALTERNA
 1a MATRAÇÃO1a MATURAÇÃO1a MATURAÇÃO2MATURAÇ
PRODUÇÃO1'000,0001'500,0002'000,0002'500,000
DÊNSID. ESTOC. (M2)210280340450
SOVREV. ALEV. (%)40455037
SOVREV. LARVA (%)85858585
FERTIL. OVOS (%)75808080
N° OVOS (%)4'000,0005'000,0006'000,00010'000,000
OVOS POR FÊMEA500,000500,000500,0001'000,000
FÊMEAS OVULADAS8101210
EFIC. NAS DESV (%)33425050

TABELA 3

MÃO DE OBRA
FUNÇÃONUMERONIVELTAREFASTEMPO
CHEFE TECNICO01TEC. AGROPEQUARIO (NIVEL MEDIO)GERENCIAMIENTO TECNICOINTEGRAL
ADMINISTRAÇÃO01TEC. ADMINISTRAÇÃO (NIVEL MEDIO)CONTABILIDAD, VENDA MANUTENÇÃO, REGISTROS.INTEGRAL
AUXILIAR CAMPO02OPERACIONALMONITORAMÊNTO, DE GALPÃON, REPRODUÇÃO ARTIFICIAL E VIVEIROS, ALIMENTAÇÃ DE PEIXES, PESCA, CAPINA. 
VIGILANTE01OPERACIONALVIGILANCIAINTEGRAL
AUXILIAR CAMPO02OPERACIONALDEPESCA E DISTRIBUÇÃO DE ALEVINOSTEMPORARI
SUPERVISOR01SUPERIORAPOIO TECNICO/CIENTIFICOTEMPORARI


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