Accueil FAO>Pêches et aquaculture
Organisation des Nations Unies pour l'alimentation et l'agriculturepour un monde libéré de la faim
EnglishEspañolРусский
  1. Identification
    1. Caractéristiques biologiques
  2. Profil
    1. Contexte historique
    2. Principaux pays producteurs
    3. Habitat et biologie
  3. Production
    1. Cycle de production
    2. Systèmes de production
    3. Maladies et mesures de contrôle
  4. Statistiques
    1. Statistiques de production
    2. Marché et commercialisation
  1. Situation et tendances
    1. Problèmes et contraintes majeurs
      1. Pratiques pour une aquaculture responsable
    2. Références
      1. Liens utiles
    Identification


    Cyprinus carpio  Linnaeus, 1758 [Cyprinidae]
    FAO Names:  En - Common carp,   Fr - Carpe commune,  Es - Carpa
           
    Caractéristiques biologiques
    Corps allongé et trapu. Lèvres épaisses. Deux paires de barbillons à l’angle de la bouche, les plus courts sur la lèvre supérieure. La longueur de la base de la nageoire dorsale avec 17-22 rayons. Base de la nageoire dorsale longue avec 17-22 rayons ramifiés et solides, épine dentée en avant; nageoire dorsale de forme concave antérieurement. Nageoires anales avec 6-7 rayons mous; bord postérieur de la 3ième épine des nageoires dorsale et anale avec des spinules.  Ligne latérale avec 32 à 38 écailles. Dents pharyngiennes 5:5, dents avec couronnes aplaties.  Couleur variable, les carpes sauvages sont brunes à vertes sur le dos et les côtés supérieurs, nuances jaunes or au niveau du ventre. Les nageoires sont sombres, ventre avec une nuance rouge. La carpe dorée est reproduite pour un but ornemental.
    Profil
    Contexte historique
    La carpe était considérée comme un met luxueux durant la moitié et la fin de la période Romaine, et, au moyen âge, elle était consommée durant le jeun. Le poisson était gardé dans des étangs de stockage (’piscinae’) par les Romains, et plus tard dans des étangs construits par les monastères chrétiens. Chez les européens la carpe était élevée en monoculture. Les grands individus étaient sélectionnés comme des géniteurs. Depuis, le 12ième jusqu’à la moitié du 14ième siècle AD, une sélection involontaire a eu lieu constituant la première étape vers la domestication. La reproduction semi contrôlée en étangs naturels et l’élevage larvaire de carpe ont commencé au 19ième siècle en Europe. Les cyprinidés étaient élevés en chine pour plus de 2 000 ans, où ils étaient gardés dans des étangs qui n’étaient jamais vidés. Les étangs étaient approvisionnés régulièrement avec des juvéniles originaires des rivières et l’élevage se faisait selon les techniques d’élevage en polyculture basées sur la nourriture naturelle. Des races semi domestiquées ont été développées dans ce système. De nos jours, les carpes domestiquées sont produites dans la plupart des zones d’élevage de carpe. Il y a environ 30-35 souches de carpes communes domestiquées en Europe. Plusieurs souches sont maintenues en Chine. Il y a quelques souches de carpe Indonésienne, qui n’ont pas encore été examinées et identifiées scientifiquement.
    Principaux pays producteurs
    Principaux pays producteurs de Cyprinus carpio (Statistiques des Pêches FAO, 2006)
    Habitat et biologie
    La carpe commune sauvage (généralement référée comme carpe dans cette fiche technique) vit au milieu et à l’aval des cours d’eau, dans des zones inondées, et des eaux superficielles confinées, comme les lacs, bras morts de lacs, eaux de réservoirs. La carpe est principalement un poisson qui vit dans le fond mais cherche sa nourriture dans les couches intermédiaires et supérieures de la colonne d’eau. En Europe, les étangs typiques de carpes sont peu profonds, eutrophiques avec un fond vaseux et une végétation aquatique très dense au niveau des digues. Le spectre écologique de la carpe est grand. La meilleure croissance est obtenue quand la température de l’eau oscille entre 23 et 30 °C. Le poisson peut survivre aux périodes froides de l’hiver. Une salinité jusqu’à environ 5‰ est tolérée. La gamme de pH optimal est entre 6,5 et 9,0. Cette espèce peut survivre à des faibles concentrations d’oxygène (0,3-0,5 mg/litre) aussi bien qu’à une sursaturation. Les carpes sont omnivores, avec une prédominance carnivore (insectes d’eau, larves d’insectes, vers, mollusques, et zooplanctons). Elle est aussi planctophage: elle consomme les tiges et les graines de plantes aquatiques et terrestres, les plantes aquatiques décomposées etc. L’élevage de carpes en étangs est basé sur la capacité de l’espèce d’accepter et d’utiliser les céréales fournies par les éleveurs. La croissance journalière de la carpe peut être de 2 à 4 pour cent de son poids. Les carpes peuvent atteindre 0,6 à 1,0 kg durant une saison d’élevage en polycultures dans des étangs dans les zones subtropicales/tropicales. La croissance est beaucoup plus lente dans les zones tempérées: dans ce cas le poisson atteint un poids de1 à 2 kg après 2 à 4 saisons d’élevage. En Europe, la carpe femelle a besoin d’environ 11 000 à 12 000 degré-jours pour atteindre la maturité. Les mâles arrivent à maturité dans une période plus courte de 25-35 pour cent. La période de maturité des souches de carpes asiatiques est légèrement plus courte. La ponte de la carpe européenne commence quand la température est aux environs de 17-18 °C. Les souches asiatiques commencent leur ponte quand l’ion dans l’eau diminue brusquement au début de la saison pluviale. Les carpes sauvages sont des reproducteurs séquentiels partiels. Les carpes domestiquées libèrent tous les ovocytes matures en quelques heures. Après un traitement hormonal les carpes émettent leurs ovocytes matures en un temps beaucoup plus court, ce qui rend possible la lacération. La quantité des ovocytes émis est de 100 à 230 g/kg du poids du corps poids du corps. L’ovocyte devient adhésif en rentrant en contact avec l’eau.

    Le développement embryonnaire des carpes dure environ 3 jours à 20-23 °C (60-70 degré-jours). Sous des conditions naturelles, les jeunes juvéniles s’attachent au substrat. Environ trois jours après l’éclosion la partie postérieure de la vessie natatoire se développe, la larve nage horizontalement, et commence à se nourrir avec des particules d’une taille maximale de 150-180 µm (principalement des rotifères).
    Production
    Cycle de production

    Cycle de production de Cyprinus carpio

    Systèmes de production
    Approvisionnement en juvéniles  
    Ponte sur niche, algues aquatiques et prairies inondées dans des bassins et étangs

    Les carpes peuvent pondre au cours de toute l’année dans les zones tropicales d’Inde, avec des pics en janvier-mars et juin-août. La reproduction est réalisée dans les hapas, les bassins en béton ou petits étangs. Les plantes aquatiques submergées sont utilisées comme des substrats pour l’étalement des œufs. Quand les juvéniles sont de 4 à 5 jours, ils sont stockés dans les étangs de nurserie.
    La ‘méthode soudanaise’ est utilisée pour la ponte des carpes en Indonésie. Les géniteurs sont maintenus dans des étangs pour géniteurs, séparés par sexe. Les géniteurs matures sont transférés à des étangs de ponte de 25-30 m². Les ‘Kakabans’ (nichets fabriqués à partir de fibre des espèces de Arenga) sont installés dans les étangs. Le poisson étale ses œufs sur les deux côtés de kakabans. Quand la ponte est terminée, les nichets sont transférés aux étangs d’éclosion/nurserie.
    Les petits étangs sont utilisés pour la ponte de carpes en Chine. L’algue aquatique (Ceratophyllum, Myrophyllum) où les feuilles de palmiers flottantes sont utilisées comme un substrat pour la ponte.
    En Europe, les petits étangs 'Dubits ponds' (120-300 m² superficie) étaient, dans le passé, utilisés pour la ponte, ainsi que pour une période courte dans la nurserie pour des juvéniles de carpes. Récemment, des étangs avec une aire allant de quelques centaines de m² jusqu’à 10-30 ha sont aussi utilisés. Deux à quatre semaines après la ponte, les juvéniles peuvent soit être récoltés de ce grand étang, ou peuvent y rester jusqu’à atteindre la taille fingerling.

    Production de juvéniles en écloserie

    C’est la méthode la plus efficace et faible de la production de juvéniles. Les géniteurs sont gardés dans de l’eau saturée avec de l’oxygène, dans une température variant entre 20 et 24 °C. Ils sont traités par deux doses d’injections de la glande pituitaires, ou par un mélange antagoniste de GnRH/dopamine, pour induire l’ovulation et la spérmiation. Les ovules sont fécondés (en appliquant la ‘méthode à sec’) et l’adhésivité de l’œuf est éliminée par un traitement sel/urée, suivi par un bain d’acide tannique (la ‘méthode de Woynarovich’). L’incubation est réalisée dans des récipients nommés ‘Zoug jars’. Les juvéniles obtenus sont gardés dans des bacs coniques pour 1 à 3 jours, quand ils arrivent au stade de nage ou quand ils commencent à s’alimenter ils sont normalement mis dans des étangs spécialement, préparés. Environ, 300 000 à 800 000 de juvéniles qui viennent d’éclore peuvent provenir d’une seule femelle.
    Nurserie   
    Grossissement de la carpe commune dans des étangs et bassins

    Les étangs vidangeable peu profonds sans algues aquatiques de 0,5 à 1,0 sont les plus convenables pour le grossissement de carpes. Les étangs de nurserie doivent être préparés avant le stockage pour encourager le développement des populations rotifères, puisque ils constituent la première nourriture pour les juvéniles. La densité de stockage est de 100-400 juvéniles/m². Les étangs doivent être ensemencés avec Moina ou Daphnia après avoir stockés les étangs. Des aliments supplémentaires comme du soja, céréales, viande, ou un mélange de ces matières, doit être apporté. Des fibres de riz ou des éclats de riz peuvent aussi être utilisés comme nourriture pour les juvéniles. La durée de la période de nurserie est de 3 à 4 semaines. Le poids final du poisson est de 0,2-0,5 g et le taux de survie est de 40-70 pour cent.
    Si il y a plusieurs prédateurs dans la zone où l’étang sera installé (insectes, serpents, grenouilles, oiseaux, poissons sauvages), le bassin de nurserie de carpes peut être utilisé. Les bassins d’une superficie de 5-100 m², construits en béton, briques ou plastique, peuvent être utilisés comme nurserie pour des juvéniles jusqu’à 1-2 cm. En mettant du foin et du fumier, des populations denses de Paramecium et rotifères peuvent se développer dans ces bassins contenant quelques centaines de juvéniles par m². Les systèmes de type industriel, tels que les raceway, ou les systèmes de re-circulation sont aussi convenables pour la nurserie.

    Production de fingerlings

    La production des fingerlings de carpes prend place normalement dans des étangs semi intensifs, basés sur fumier/engrais qui génèrent de la nourriture naturelle et une alimentation supplémentaire. La production des fingerlings peut être réalisée dans un système à un seul stade (stockage de juvéniles et récolte de fingerlings), un système à double stades (stockage de juvéniles de nurserie et récolte de fingerlings), ou un système multicycle (quand les nouveaux juvéniles sont stockés, et les poissons sont rendus moins denses plusieurs fois).
    Le stockage avec des juvéniles de nurserie est la méthode la plus efficace pour produire des fingerlings de taille grande et moyenne. Dépendant de la taille finale demandée de fingerlings, 50 000-200 000 juvéniles/ha peuvent être stockés dans des zones tempérées, préférablement dans des systèmes de polyculture où la proportion de carpe commune est de 20-50 pour cent, la densité de stockage de juvéniles de nurserie est 50 000-70 000/ha, du quel la proportion de la carpe commune est de 20 pour cent. Des taux de survie de 40-50 pour cent sont achevés. Des fingerlings de petite taille peuvent être produits dans des étangs stockés avec 40 000 petits (15 mm) juvéniles. Dans ce cas le taux de survie est de 25-30 pour cent. Des applications fréquentes de fumier sont nécessaires pour maintenir les populations de plancton. L’alimentation est basée principalement sur les produits agricoles dans les zones subtropicales, sur des céréales et/ou granulés dans des zones tempérées.
    Techniques de grossissement   
    Production de carpes de deux étés

    Dans les zones tempérées, un poisson d’un seul été (20-100 g) doit atteindre 250-400 g dans la deuxième année. La densité de stockage est de 4 000-6 000/ha, ou d’environ 3 000 carpes chinoises/hasi les poissons ne sont nourris qu’avec des céréales. La densité peut être plus élevée (jusqu’à 20 000/ha) si en plus des céréales on donne des granulés. La ration journalière est de 3-5 pour cent (du poids du corps) approximativement.

    Production de poissons de taille commerciale

    La carpe commune peut être cultivée dans des systèmes de production extensifs avec une nourriture naturelle ou en monoculture avec un apport supplémentaire de nourriture, dans des étangs d’eau stagnante. Les productions intensives en monoculture basées sur l’aliment artificiel peuvent être entreprises dans des cages, réservoirs d’irrigation, étangs d’eau courante et bassins, ou dans des systèmes de re-circulation. La carpe commune est alors en culture avec la carpe chinoise, et/ou la carpe indienne, la tilapia, le mulet, etc., dans un système de polyculture, avec une nourriture naturelle et un apport supplémentaire, de nourriture. Dans ce système, le poisson a des comportements alimentaires différents et occupe les différentes niches trophiques qui existent dans le même étang. Le nombre de poissons doit être en accordance avec la productivité naturelle des organismes servant de nourriture. L’utilisation fréquente de fumier ou d’engrais et la ration en espèces appropriée, permet la maintenance de la productivité des organismes d’alimentation, ainsi que l’utilisation maximale possible de la productivité de l’écosystème de l’étang. Les effets synergiques entre les espèces de poissons renforcent la production dans les étangs à polyculture. La culture de carpes peut être intégrée avec l’élevage d’animaux et/ou la production de plantes. L’intégration peut être directe (animaux au dessus des étangs de poissons), indirecte (déchets d’animaux sont utilisés dans les étangs comme le fumier), parallèle (riz avec poisson). Le cycle séquentiel de poisson/animal/légume/riz (dans 7 à 9 cycles par an) est convenable pour réduire les décharges environnementales de l’aquaculture/agriculture intensive. La carpe commune s’enfuie dans le fond de l’étang, et a une assez grande tolérance face aux conditions environnementale et des comportements alimentaires omnivores, c’est une espèce clé dans les systèmes de culture intégrés. La carpe commune peut aussi être élevée dans des eaux naturelles, réservoirs et zones temporairement inondées, pour utiliser la production de nourriture naturelle de ces eaux et pour améliorer les captures de pêches. Dans ce cas le poisson doit être au stade fingerlings d’une taille de 13-15 cm, produits dans des fermes aquacoles (pêche basée sur l’aquaculture) afin d’éviter les pertes qui peuvent survenir avec les petits poissons. La carpe commune est normalement mise avec d’autres espèces de cyprinidés, en accordance avec la productivité des eaux et l’intensité d’exploitation.
    Apport de nourriture   
    L’utilisation de nourriture naturelle a été mentionnée dans d’autres sections de cette fiche technique. Elle est parfois supplémentée avec de l’aliment formulé dans la ferme ou un aliment commercial.
    Techniques de récolte   
    Les étangs non vidangeables, ou vidangeables avec un long canal de récolte, ou étangs avec une fosse interne ou externe sont utilisés pour l’élevage de carpes. Les poissons sont normalement récoltés par une seine. La longueur du filet doit être 1,5 fois la largeur de l’étang, sans dépasser 120-150 m de long.
    Dans les étangs non vidangeables, la récolte sélective peut être faite. Le poids maximum de carpe qui peut passer à travers les différentes mailles du filet sont: taille de maille 20 mm = 40 g; 30 mm =100 g; 35 mm =170 g; 40 mm = 270 g; 50 mm = 400 g.
    Comme, la carpe garde la zone d’élevage sans vases où elle cherche normalement sa nourritures, l’alimentation doit alors être fait pendant toute la période d’élevage dans la zone de récolte. Au moment de la récolte l’eau doit être vidée doucement (entre 1-3 jours pour un étang de 1 ha, et entre 8-14 jours pour un étang de 30-60 ha).
    Les poissons se groupent dans la partie la plus profonde de l’étang, sauf si ils sont effrayés par une diminution brusque du niveau d’eau, ou par des bruits. Comme les carpes ont tendance à nager vers l’arrivée de l’eau, une petite quantité d’eau est coulée dans l’étang à côté du point de drainage pour concentrer les poissons, spécialement si la température de l’eau est élevée. Quand un grand nombre de poissons est concentré dans la fosse de récolte l’aération doit être fournie. L’aspersion de l’eau à la surface est normalement insuffisante. La récole partielle (sans tenir en compte si l’étang est vidangeable ou pas) augmente la production totale des étangs en améliorant les conditions de la population restante.
    Manipulation et traitement  
    Si la récolte est faite dans l’eau chaude, les poissons sont pré-conditionnés par un stress répétitif avant la pêche au filet. Les poissons récoltés peuvent être transférés vivants dans des bacs aérés pour 3-5 heures, si le rapport poisson/eau ne dépasse pas 1:2. La densité des poissons dans les bacs de transport et la durée de transport dépend de la taille du poisson, de la température et de l’aération.
    Si, durant la récolte, le poisson a été séduit par l’aliment, le temps du transport doit être très court, puisque la demande en oxygène de poissons rassasiés est élevée.
    La majorité des carpes est transférée vivante aux marchés, et elles sont vendues soit vivantes soit fraîchement emballées. Des essais, à grande échelle, de désossement de carpes en France ont été réalisés avec succès, sans compter 15 nouveaux produits préparés de la carpe, représentant différents niveaux de transformation.
    Coûts de production  
    Le profit moyen de la production de carpes dans certaines fermes aquacoles Hongroises était de 326 EUR/ha (des ventes de 1 652 EUR/ha) entre 1999-2001, selon une enquête réalisée par l’institut de Recherche des Pêches, d’Aquaculture et d’Irrigation. En Inde le gain net provenant de la polyculture, dans laquelle la carpe commune représente 25 pour cent du total des poissons élevés, était de 710 USD/ha (à partir des ventes 1 229 USD) en 1990 (Sinha, 1990). Le gain dans les petites fermes à Bangladesh était de 510-1 580 USD/ha (à partir des ventes de 1 540-2 610 USD/ha) à partir des étangs de polyculture non vidangeables, dans lesquels les carpes représentaient le 20 pour cent (Gupta et al., 1999).
    Maladies et mesures de contrôle
    Dans certains cas, des antibiotiques et d'autres produits pharmaceutiques ont été utilisés pour les traitements mais leur inclusion dans cette table n'implique pas une recommandation FAO.

    MALADIEAGENTTYPESYNDROMEMESURES
    SaprolegnioseSaprolegnia spp.champignonColonies blanches de champignons sur la surface de la peau, zones avec lésions ou ulcères & sur la surface de l’oeufUne seule dose ou répétée de vert de malachite
    Branchyomycose; pourriture de branchiesBranchiomyces sanguinischampignonColoration des branchies de type mosaïque; hémorragies & zones anémiques; mortalité en masse; infection secondaire de SaprolegniaTraitement de l’étang avec de la chaux vive; traitement répété avec du sulfate de cuivre
    Hérythrodermatite de carpe; maladie d'ulcèresAeromonas salmonicida achromogenesBactériePetits nodules sphériques sur les nageoires; hémorragies; ulcères avec bords ébréchés; écailles saillantes; exophtalmie; abdomen bombé; hémorragies sur les branchies; fluide rosâtre dans la cavité du corps; infection secondaire de SaprolegniaAppliquer la
    technique extensive;
    éviter le stress; appliquer des
    antibiotiques dans l’aliment ou comme injection;
    vaccination
    Maladie du guppy (flexy columnaris)Flexibacter columnarisBactérieApparition en dessus de 15 ºC; taches grisâtres-blanches entourées de zones avec une nuance rouge sur la tête, branchies, peau & nageoires; membranes abîmées entre les rayons des nageoiresTraitement avec chloride benzalkonium, sulfate de cuivre ou antibiotiques (furazolidone, néomycine, oxytetracycline, terramycine); aliment contenant du sulphamerazine & oxytetracycline
    Maladie bactérienne de branchiesFlavobacterium branciophylaBactérieZones blanches sur la surface du corps &/ ou sur les branchies, nécrose des zones infectéesTraitement avec du sel ou antibiotiques; amélioration de l’environnement de l’étang
    MycobactérioseMycobacterium spp.BactérieEmaciation, poisson rabougri; arrêt d’alimentation; décoloration grise claire de la surface du corps, parfois ouvertures d’ulcèresPas de traitement disponible, destruction des populations infectées
    Virémie printanière de carpeRhabdovirus carpioVirusEruption au dessus de 12 ºC; nage erratique; léthargie ultérieure; entérite; oedème; exophtalmie; branchies pales; hémorragies dans la peauElimination de vecteurs, tels que, comme parasites sucent du sang; pas de transfert de poissons infectés
    Variole de
    la carpe
    Virus type HerpèsVirusTaches lisses, opaque, grisâtres-blanches de 1-2 mm diamètre sur la surface de la peau; plus tard, le corps en est couvert; perte de calcium; corps mou; queue peut être tournée vers la tête; apparition au dessus de 14 ºCEviter l’introduction
    de poissons
    infectés
    Herpès virus de la carpe koï (KHV)Virus type herpèsVirusMaladie a lieu entre 17-25 ºC sur la carpe commune & carpe koi; léthargie; nage incontrôlée, erratique; nécrose focalisée de branchies; augmentation de sécrétion de mucus; hémorragies sur les branchies & foie; inflammation des reins; mortalité en masseNe pas mettre de carpes dans les zones pendant 3 mois; vaccination
    CostioseIchthyobodo spp.Protozoaire ectoparasiteRegroupement à l’arrivée d’eau; léthargie; brillance; nage erratique; poisson maigre; un film bleu-gris sur la peau & branchiesBains de sel, formol ou vert de malachite; oxychlorure de cuivre dans les étangs
    CoccidioseEimeria spp.Protozoaire endoparasitePoisson s’étale sur le fond de l’étang; yeux creux; débilitation; poisson maigre; tête large; oedème des membranes de l’abdomen & paroi de l’intestin; paroi de l’intestin foncé; gonflement du mucus de l’intestin; mucus jaunâtre répanduDésinfection & vidange d’étangs; Furazolidone dans l’aliment
    Ichtyophtiriose Maladie des taches blanchesIchthyophthirius multifiliisProtozoaire ectoparasiteFrottement; brillance; augmentation du taux de battement des nageoires; endommagement des branchies; taches blanches sur les nageoires, peau, branchies & yeuxBains de vert de Malachite
    ChilodonelloseChilodonella spp.Protozoaire ectoparasitePoisson à la surface; nage erratique, tremblante, branchies pâles, film de mucus gris sur la peau, nécrose de cellules épithéliales, ulcèresBains de Sel, formole ou vert de malachite; oxychlorure de cuivre dans l’étang
    TrichodinoseTrichodina spp.Protozoaire ectoparasitepoisson à la surface; taches blanches sur la surface de la peau, excès de mucus sur les branchies; nageoires en miettes; branchies pâles couvertes de mucus & débris de cellulesBains de Sel, formol ou vert de malachite; oxychlorure de cuivre dans l’étang
    MyxoboloseMyyxobolus spp.Myxozoaire endoparasiteOedème; perte des écailles; exophtalmie; cistes blancs ou jaunes & hémorragies sur les branchies; nodules blancs sur les branchies (koi); nécroses du muscle Fumagilin dans l’aliment
    DactylogyrusDactylogyrus spp.Monogenean ectoparasitePoisson nage vers l’entrée d’eau; prolifération de branchies épidémiques; vers visibles sur les branchies avec une faible (40-60) multiplicationBains de sel, ammoniaque, organophosphate, Neguvon, ou du praziquantel; vidange d’étangs
    GyrodactylusGyrodactylus spp.Monogenean ectoparasiteNage de poisson agitée; peau grisâtre; branchies pâles; nageoires blanches & en lambeauxBains de sel, ammoniaque, organophosphate, Neguvon, ou praziquantel; mettre les étangs à sec
    DiplostomoseDiplostomum spp.Endoparasite trématodeNage incontrôlée; peau sombre; petites hémorragies sur l’abdomen; perte de poids; développement de cataractes dans les yeux; hémorragies dans les yeux; inflammation des yeux; exophtalmieBains de Praziquantel; éradication d’hôtes, comme escargot & oiseaux
    Phosthodi-
    plostomose
    Phosthodi-
    plostomum

    spp.
    Endoparasite trématodeLarves encapsulées évoquent l’accumulation de mélamine; développement de cistes noirs de 0,6-1,0 mm; déformation de la colonne vertébrale peut se produire chez les juvéniles Bains d’Organophosphate (Masoten, Dipterex, Sumithion) ou praziquantel; éradication d’escargots & hérons
    SanguinicoliasisSanguinicola spp.Endoparasite trématodeLéthargie; nage avec des mouvements en spirale arrêt d’alimentation; poisson à la surface de l’eau; parfois exophtalmie; inflammation de branchiesBains de Praziquantel; éradication d’escargots avec du sulfate de cuivre quand il n’y a pas de poissons; séchage d’étangs par le soleil
    LiguloseLigula intestinalisEndoparasite cestodeCorps ballonné; nage avec difficulté; arrêt d’alimentation; perte de poids; gonflement de la première partie de l’abdomen; écoulement dans la cavité du corps; ver solitaire ténia visible dans le poissonExpulser les oiseaux; Bains de praziquantel
    BothriocéphaloseBothriocephalus acheilognathiEndoparasite cestodeMouvement lent; nage à la surface; émaciation; élargissement de l’abdomen; inflammation de l’appareil digestif; hémorragies & ulcères dans l’intestin Du salicylanalid chloré dans l’aliment; bains de praziquantel; garder les étangs vides secs en hiver; désinfecter les fonds d’étangs avec de la chaux vive; éliminer les copépodes
    Khawiose; Infestation par ver solitaireKhawia sinensisEndoparasite cestodeMouvement lent; perte d’appétit; croissance lente; anémie de la peau & branchies; hémorragies & ulcères sur l’intestin; ver peut apparaître de l’anus Bains au Devermin; éliminer tubifex (hôte) par la désinfection d’étang
    infestation par NématodeContracaecum spp.Endoparasite nématodeEmaciation; exophtalmie; perte de sang dans la cavité du corps; vers rond dans le cœur & cavité du corpsPas de traitement
    Phylometrosis; nématode
    infestation
    Phylometra spp.Endoparasite nématodePerte d’équilibre; poisson flottant tête en bas; arrêt d’alimentation; nodules rouges sur la peau & sous les écailles Eliminer les copépodes; injections de Nilverm ou Ditrazin dans la cavité du corps
    infestation par sangsue de poissonPiscicolidaeEndoparasite annélideNage hyperactive à l’arrivée de l’eau; perte de poids; ulcèresBains de sel ou de Dipterex (avec ou sans permanganate de potassium)
    ErgasilusErgasilus spp.Ectoparasite arthropodePerte de poids; développent lent; mortalité; petites taches blanches sur les branchies; hyperplasie des branchies; nécrose des tissues branchiaux; perte de lamelles; réduction de la circulation; infections secondaireBains de Chlorfos ou organophosphate; séchage d’étangs par le soleil
    LernéoseLernaea spp.Ectoparasite arthropodeléthargie; arrêt d’alimentation; vers collés visibles à la surface du corps & branchiesBains de sel, potassium de permanganate ou organophosphate
    ArguloseArgulus spp.Ectoparasite arthropodeParasites visibles sur la surface du corps; nage anormale; léthargie; arrêt d’alimentation; production excessive de mucus; petites hémorragies; érosion des nageoires; anémie; ulcères; infections secondairesBains de sel, potassium de permanganate ou organophosphate


    Fournisseurs d’expertise en pathologie

    L’expertise peut être obtenue des sources suivantes:
    • Asia
    • Europe
      • CEFAS Weymouth Laboratory, UK
        • Dr. Peter Dixon  send an email 
        • Dr. Keith Way  send an email 
      • Central Veterinarian Institute, Fish and Bee Disease Department, Hungary
        • Dr. Gyorgy Csaba  send an email 
        • Dr. Maria Lang  send an email 
      • Fish & Shellfish Diseases Laboratory, The Netherlands
        • Dr. Olga L.M. Haenen  send an email 
      • National Reference Laboratory for Fish Diseases, Germany
        • Dr. Sven Bergmann  send an email 

    • Australia
    • USA
      • UC Davis, California
        • Prof. Ronald Hedrick  send an email 
    Statistiques
    Statistiques de production
      
    La production de la carpe commune d’élevage représentait, presque les 14 pour cent de la production globale de l’aquaculture d’eau douce en 2002 (3 202 561 tonnes). La production de la carpe commune a augmenté d’un taux global moyen de 9,5 pour cent/an entre 1985 (681 319 tonnes) et 2002. Durant la décade passée (1993-2002) elle s’est élevée pour atteindre 10,4 pour cent/an. Cette augmentation est supérieure à celle de la carpe herbivore (10,1 pour cent/an), la carpe argentée (8,8 pour cent/an), et la production de carpe à grosse tête (7,2 pour cent/an), mais elle est inférieure à celle de la tilapia (11,8 pour cent/an) durant la même décade. En 2002, les principales régions de production de la carpe commune étaient l’Asie (presque 93 pour cent) et l’Europe (91,5 pour cent et 4,5 pour cent). En Europe, la production de carpe commune était de 144 602 tonnes en 2002. Ceci représente une réduction de production de plus de 402 000 tonnes en 1990, causée par les changements en Europe de l’Est. Cependant la production semble avoir graduellement augmenté entre 1993 et 2002. Elle était de 125 274 tonnes en 1997.

    Selon les données de la FAO, l’unité de prix global moyen de carpe commune d’élevage a diminué de 1,43 USD/kg (1993) à 0,92 USD/kg (2002). Cependant, ceci peut être principalement dû à la chute de la valeur de RMB yuan durant cette période en chine, où il y a une grande partie de la production (p. e. 70 pour cent en 2002).
    Marché et commercialisation
    Les données statistiques indiquent que la production de carpe commune peut avoir atteint sa limite. Cependant, la carpe commune restera une espèce importante dans les zones où elle est produite traditionnellement. La majorité des carpes sont consommées localement. Après plusieurs essais de transformation de carpe commune réalisés en Europe, il s’est révélé que le poisson frais ou fraîchement emballé est le plus demandé sur le marché. La transformation augmente les prix et les rendent moins compétitifs, faisant en sorte que la demande des produits de carpes traités ne peut pas être très grande.

    Classiquement, environ 24 000 tonnes de produits frais/désossés réfrigérés ou congelés de carpes (toute espèces) sont commercialisés (importés ou exportés) en Europe annuellement. Les principaux exportateurs sont l’Autriche, la République Tchèque, la Croatie, et la Lituanie. Les principaux importateurs en 2002 étaient l’Autriche, l’Allemagne, la Hongrie et la Pologne. Dans le reste du monde, incluant la principale région productrice (Asie), la commercialisation internationale des espèces de carpes est assez limitée (39 000 tonnes/an en 2002).

    La production de ‘bio carpe’ existe dans certaines régions. Le label de qualité et la focalisation sur le fait que les carpes sont produites dans des systèmes extensifs et semi intensifs qui ne sont pas nuisibles à l’environnement, peuvent encourager certains groupes de consommateurs à consommer la carpe commune.

    Un changement de l’objectif principal de la production de la carpe peut avoir lieu en Europe. Premièrement, le marché demande des poissons essentiellement pour la consommation. Récemment, une quantité significative de carpes produites en aquaculture est gardée dans des eaux naturelles et réservoirs pour la pêche à la ligne. Depuis que les pêcheurs à la ligne préfèrent des poissons actifs sur leurs hameçons aux carpes domestiquées, ils ont besoin de carpes sauvages ou hybrides obtenues des souches de carpes domestiquées et sauvages. Les carpes sauvages doivent aussi être re-stockées dans des eaux naturelles, où la réhabilitation de la faune naturelle est réalisée.
    Situation et tendances

    Depuis que cette espèce a une importance exceptionnelle dans l’aquaculture d’eau douce, plusieurs aspects de sa physiologie, nutrition, génétique, et maladies ont été étudiés durant la dernière décade. Le rôle de la carpe commune dans les écosystèmes a été examiné, et les techniques de reproduction et d’élevage valables dans différentes conditions climatiques ont été aussi développées.

    Les tâches pour le futur incluent:
    • Technique d’élevage: introduction/adaptation des techniques qui sont optimales pour différentes conditions climatiques, environnementales et socio-économiques, et la pratique des systèmes de biculture et polyculture présentant des impacts négligeables dans les régions de production traditionnelles de la carpe.
    • Rotation d’aquaculture et de l’agriculture: l’utilisation des terres suivant un système de rotation pour l’agriculture/systèmes aquacoles de carpes peut aider à éliminer les différents impacts sur l’environnement provenant d’une agriculture intensive dans plusieurs régions. Ce système peut aussi être utilisé pour la désalinisation du sol.
    • Génétique: les travaux de recherche orientés vers la génétique ont besoin de continuer pour le développement de systèmes de reproduction fiables. en se basant sur les travaux de recherche en génétique des associations de reproduction doivent être établies crées pour maintenir les races (souches) dans différentes régions géographiques et climatiques, et pour éviter la consanguinité. Le réseau International sur la Génétique en Aquaculture (RIGA) par le biais du Centre Mondiale de Pêche, (autre fois ICLARM) aide à réaliser ces tâches mentionnées ci-dessus dans les régions du Sud d’Asie et l’Est de l’Europe. Il y a une possibilité d’améliorer la résistance aux maladies chez la carpe en développant des souches et des hybrides résistants.
    • Maladies et contrôle: les différents changements dans l’environnement naturel, l’augmentation de l’intensité de production de carpes dans plusieurs zones, le transport extensif inter régional de la carpe commune et autres cyprinidés, et l’interdiction de l’utilisations de plusieurs médicaments internationaux (fongicides, antibiotiques et insecticides) appelle à l’intensification de la recherche sur les maladies chez la carpe. Un nouveau domaine de recherche prometteur est le développement des immuno-stimulants, pour augmenter la résistance naturelle des poissons. Le développement des vaccins semble être la solution la plus prometteuse pour éviter l’utilisation des antibiotiques. Le développement et l’utilisation des vaccins à grande échelle contre les maladies virales présente une importance majeure pour contrôler les maladies virales traditionnelles, telles que la virémie printanière de la carpe, la variole de la carpe et la nécrose virale des branchies. L’introduction à grande échelle de vaccins contre 'KHV' (qui est actuellement un virus appelé Néphrite de Carpe et Virus de Nécrose de Branchies «Carp Nephritis and Gill Necrosis Virus, CNGNV» est aussi très important dans les zones infectées ou à risques. Le développement d’outils de diagnostics rapides pour déterminer les infections bactériennes et virales est aussi nécessaire. Une vigilance envers les maladies parasitaires doit être maintenue. Des travaux de recherche pour mieux comprendre les facteurs de pré-conditionnement environnemental et technologique, qui rend le poisson moins résistant et les pathogènes plus virulents, doivent être aussi continués.
    Problèmes et contraintes majeurs
    L’effet de l’élevage extensif sur l’environnement est négligeable ou même positif, puisque la carpe aide à maintenir les conditions de fond aérobics. L’effet des systèmes d’élevage semi intensif de carpe en polyculture dépend de l’intensité de production, et de la qualité de l’eau des étangs. L’accumulation de la vase et de la matière organique peut être très élevée dans les systèmes intégrés. Cependant, l’utilisation de la rotation de terre entre la production de poisson-canard et alfa alfa et riz est le moyen le moins polluant pour mener l’aquaculture et l’agriculture. L’effet des systèmes aquacoles intensifs (industriels) sur l’environnement dépend de l’efficacité de la gestion des effluents.

    L’occupation des eaux avec de la carpe en grandes densités et l’introduction des carpes non indigènes peuvent avoir des impacts négatifs. La population des algues aquatiques peut être détruite quand il y a une grande turbidité et des plantes déracinées. En réduisant les aires de ponte disponibles pour les espèces phytophages, la carpe commune peut diminuer la biodiversité naturelle des eaux.
    Pratiques pour une aquaculture responsable
    Il y a plusieurs types bien élaborés de production, rendant, relativement facile, de choisir des méthodes de production qui sont en accord avec l’Article 9 du Code de Conduite pour une Pêche Responsable de la FAO. La technique la plus largement utilisée, à savoir des systèmes de production de carpe extensifs utilisant de la nourriture supplémentaire ou semi intensifs, est considérée comme un moyen de production de protéines animales sans impacts significatifs sur l’environnement. Une aquaculture responsable (Article 9.4., Code et Conduite) peut avoir lieu en appliquant un processus strict de licences, dans lequel les principaux principes de la protection de l’environnement et de l’écologie sont pris en compte.

    La création des associations de reproduction de carpes qui maintiennent et reproduisent des souches pures de carpe commune par des reproducteurs certifiés dans les écloseries de poissons autorisées, un contrôle fréquent de qualité sur les essais de progéniture standardisés, et l’encouragement des fermes à utiliser des souches pures, aide à maintenir les populations de carpe dans différentes régions, incluant les populations sauvages de carpes des eaux naturelles. Ce système a été élaboré et appliqué par l’association hongroise des producteurs de poissons.

    Le contrôle de la santé du poisson est une affaire des vétérinaires et des institutions gouvernementales locales et il aide à augmenter la sécurité des productions en réduisant les effets des maladies des poisons d’élevage sur les populations naturelles, et à minimiser l’utilisation des produits chimiques, médicaments et antibiotiques.
    L’introduction du contrôle de qualité, basé sur le label/traçabilité des produits, et la prévision de support pour le développement de produits organiques peut augmenter l’application des techniques à faible impact environnemental, et assurer la fourniture de poissons de bonne qualité.
    Références
    Bibliographie  
    ADB/NACA. 1998. Aquaculture Sustainability and the Environment. Report on a Regional Study and Workshop on Aquaculture Sustainability and the Environment. Asian Development Bank and Network of Aquaculture Centres in Asia-Pacific, Bangkok, Thailand. 491 pp.
    Alabaster, J.S. & Lloyd, R. 1982. Water Quality Criteria for Freshwater Fish. Second edition. Butterworth Scientific, London, England. 359 pp.
    Alikhuni, K.H. 1966. Synopsis of biological data of common carp Cyprinus carpio (Linnaeus), 1758 (Asia and Far East). FAO Fisheries Synopsis No.31.1. FAO, Rome, Italy. 77 pp.
    Bakos, J. & Gorda, S. 2001. Genetic resources of common carp at the Fish Culture Research Institute Szarvas, Hungary. FAO Fisheries Technical Paper No. 417. FAO, Rome, Italy. 106 pp.  online version
    Balon, E.K. 1995. Origin and domestication of the wild carp, Cyprinus carpio: from Roman gourmets to the swimming flowers. Aquaculture, 129:3-48.
    Balon, E.K. 2004. About the oldest domesticates among fishes, and an epigenetic dichotomy in fish ontogenies and culture. In Proceedings of Nature and Culture: Comparative Biology and Interactions of Wild and Farmed Fish, 19-23 July 2004, London, England. The Fisheries Society of the British Isles, in association with the European Aquaculture Society. [in preparation]
    Berinkey, L. 1966. Halak-Pisces. Fauna Hungariae 79. Akademiai Kiado, Budapest, Hungary. 136 pp.
    Biro, P. 1995. Management of pond ecosystems and trophic webs. Aquaculture, 129:373-386.
    Boyd, C.E. 1990. Water Quality in Ponds for Aquaculture. Birmingham Publishing Co. Birmingham, Alabama, USA. 482 pp.
    Chen, L. 1990. Aquaculture in Taiwan. Fishing News Books, Blackwell Scientific Publications Ltd, UK. 273 pp.
    De Silva, S. 2003. Carps. In: J.S. Lucas & P.C. Southgate (eds.), Aquaculture: farming aquatic animals and plants, pp. 276-294. Blackwell Publishing, Oxford, England.
    EIFAC. 2001. Report of the Ad Hoc EIFAC/EC Working Party on Market Perspectives for European Freshwater Aquaculture, Brussels, Belgium, 14-16 May 2001. EIFAC Occasional Paper. No. 35. FAO, Rome, Italy. 136 pp.  online version
    FAO, 1995. Code of Conduct for Responsible Fisheries. FAO/UN, Rome, Italy. 41 pp.  online version
    Gupta, M.V., Mazid, M.A., Islam, M.S., Rahman, M. & Hussain, M.G. 1999. Integration of Aquaculture into the farming Systems of the Floodprone Ecosystems of Bangladesh: An Evaluation of Adoption and Impact. ICLARM Technical Report 56. 32 pp.
    Hepher, B. 1978. Ecological aspects of warm water fishpond management. In: S.D. Gerging (ed.), Ecology of freshwater fish production. Blackwell Science Publishers, Oxford, England. pp. 447-468.
    Hepher, B. & Pruginin, Y. 1981. Commercial Fish Farming. A Wiley-Interscience Publication, John Wiley & Sons, New York, USA. 261 pp.
    Hoole, D., Bucke, D., Burgess, P. & Wellby, I. 2001. Diseases of Carp and other Cyprinid Fishes. Fishing News Books, Blackwell Science Ltd, UK. 264 pp.
    Horvath, L. 1985. Egg development (oogenesis) in the common carp (Cyprinus carpio L.). In: J. Muir & R.J. Roberts (eds.), Recent advances in aquaculture. Volume 2. Croom Helm, London & Sidney, Westview Press, Boulder, Colorado. pp. 31-77.
    Horvath, L. 1986. Carp oogenesis and the environment. In: R. Billard & J. Marcel (eds.), Aquaculture of Cyprinids, 2-6 September 1985, Evry, France. INRA, Paris, France. pp. 109-117.
    Horvath, L., Tamas, G. & Seagrave, C. 1992. Carp and Pond Fish Culture. Fishing News Books, Blackwell Scientific Publications Ltd., UK, 154 pp.
    Hulata, G. 1995. A review of genetic improvement of the common carp (Cyprinus carpio L.) and other cyprinids by crossbreeding, hybridization and selection. Aquaculture, 129:143-155.
    Jeney, Zs. & Jeney, G. 1995. Recent achievements in studies on diseases of common carp (Cyprinus carpio L.). Aquaculture, 129:397-420.
    Jhingran, V.G. 1982. Fish and Fisheries of India. Hindustan Publishing Corporation, Delhi, India. 665 pp.
    Jhingran, V.G. & Pullin, R.S.V. 1985. A Hatchery Manual for the Common, Chinese and Indian Major Carps. ICLARM Studies and Reviews 11, ADB/ICLARM, Manila, Philippines. 191 pp.
    Kestemont, P. 1995. Different systems of carp production and their impacts on the environment. Aquaculture, 129:347-372.
    Kirpichnikov, V.S. 1999. Genetics and Breeding of Common Carp. Institute National De La Recherche Agronomique, CEDEX, Paris, France. 98 pp.
    Komen, J.1990. Clones of common carp, Cyprinus carpio. Agriculturasl Univeristy of Wageningen, Netherlands. 169 pp.
    Koblickaja, A.F. 1966. Opredelitel molodi rub delti Volgi. Izd. Nauka, Moscow, Russia. 167 pp. (in Russian)
    Linhart, O., Shigeharu, K., Billard, R., Slechta, V. & Mikodina, E. 1995. Morphology, composition and fertilization of carp eggs: a review. Aquaculture, 129:75-93.
    Little, D. & Muir, J. 1987. A Guide to Integrated Warm Water Aquaculture. Institute of Aquaculture, University of Stirling, Scotland. 230 pp.
    Molnar, K. & Szakolczai, J. 1980. Halbetegsegek. Mezogazdasagi Kiado, Budapest, Hungary. 254 pp. (in Hungarian) [Fish diseases]
    Pillay, T.V.R. 1990. Aquaculture Principles and Practices. Fishing News Books, Blackwell Scientific Publications Ltd, UK. 575 pp.
    Peteri, A., Nandi, S. & Chowdury, N.S. 1992. Manual on seed production of carps. BGD/87/045/92/24 FAO Field Document. 59 pp. FAO, Rome, Italy.
    Peteri, A. & Ruttkay, A. 1983. A takarmany mennyisegenek hatasa a ponty petefeszek-testsuly aranyanak es ikraproduciojanak alakulasara. Halaszat, 29:167-169. (in Hungarian) [Effect of feeding on the GSI and egg production of common carp]
    Peterfy, M. 2001. Vakasztekbovites irdalassal, pacolassal, panirozassal keszitett pontytermekekkel. Halaszat, 94(4):143-146. (in Hungarian) [Different processing methods for increasing the variety of carp products]
    Pinter, K. 1989. Magyarorszag halai. Akademia Kiado, Budapest, Hungary. 202 pp. (in Hungarian) [Fish species in Hungary]
    Ruttkay, A. 1972. A pontyfelek zsirtartalmarol. Halaszat, 18:116-117. (in Hungarian) [The fat content of some Cyprinids]
    Ruttkay, A. 1977. Nepesites, takarmanyozas, hozam. Halaszat, 23:16-24. (in Hungarian) [Stocking, feeding, production]
    Ruttkay, A. 1978. Ivadek-utoneveles polikulturaban. Halaszat, 24:16-17. (in Hungarian) [Rearing of two summer old fish in polycultural systems]
    Ruttkay, A. & Moravcsik, K. 1979. A polikultura es a zooplancton. Halaszat, 25:18-21. (in Hungarian) [The zooplankton in the polycultural ponds]
    Ruttkay, A. 1987. Eros Pal togazdasagi koncepciojanak kritikai elemzese. Halaszat, 33:77-82. (in Hungarian) [Critics of the conception of Eros Pal on pond fish farming]
    Ruttkay, A. 1988. Hogyan takarmanyozzuk a pontyot Magyarorszagon. Halaszat, 34:50-56. (in Hungarian) [The method of fish feeding in Hungary]
    Ruttkay, A. 1990. A halak novekedese es taplalek-hasznositasa (I-III.). Halaszat, 36:46-49. 121-123. 149-152. (in Hungarian) [The growth and feed utilization of fish]
    Ruttkay, A. 2000. Fish feeding research in Hungary-1895-1995. In I. Csengeri, A. Szito, Zs. Gy. Papp, & A. Tacon (eds.), Fish and Crustacean Nutrition Methodology and Research for Semi-intensive Pond-based Farming Systems. Fisheries Development Vol.23. Fish Culture Research Institute, Szarvas, Hungary. pp. 21-41.
    Sarig, S. 1966. Synopsis of biological data of common carp Cyprinus carpio (Linnaeus), 1758 (Near East and Europe). FAO Fisheries Synopsis No.31.2. FAO, Rome, Italy.
    Shirgur, G.A., Shingare, P.E. & Vipradas, K.C. 1988. On Optimum Rearing of Common carp (Cyprinus carpio) Fry into Fingerlings. In: V.R.P. Sinha & H.C. Srivastava (eds.), Proceedings of the Symposium on Aquaculture Productivity, 16-17 December 1988, New Delhi, India. Oxford & IBH Publishing Co. PVT.LTD, New Delhi, Bombay, Calcutta. pp. 413-428.
    Sifa, L. 1986. Reservoir fish culture in China. In: R. Billard, & J. Marcel (eds.) Aquaculture of Cyprinids, 2-6 September 1985, Evry, France. INRA, Paris, France. pp. 347-356.
    Sinha, M. 1990. Polyculture of Indian and Exotic Carps-A Techno-economic Appraisal. In: V.V. Sugunan, and U. Bhaumik (eds.), Technologies for Inland Fisheries Development. Central Inland Capture Fisheries Research Institute, Barrackpore, India. pp. 47-59.
    Sinha, V.R.P. 1986. Integrated carp farming in Asian countries. In: R. Billard & J. Marcel (eds.), Aquaculture of Cyprinids, 2-6 September 1985, Evry, France. INRA, Paris, France. pp. 377-390.
    Suzuki, R. 1979. The Culture of Common Carp in Japan. In: T.V.R. Pillay & Wm. A. Dill (eds.), Advances in Aquaculture, FAO Technical Conference on Aquaculture, 26 May-2 June 1976, Kyoto, Japan. Fishing News Books Ltd, UK. pp. 161-166.
    Suzuki, R.1986. Intensive carp rearing in Japan. In: R. Billard & J. Marcel (eds.) Aquaculture of Cyprinids, 2-6 September 1985, Evry, France. INRA, Paris, France. pp. 327-333.
    Vallod, D. 1995. Carp processing and market analysis: a case study in France. In: R. Billard & G.A.E. Gall (eds.), The Proceedings of the Second Aquaculture-sponsored Symposium held in Budapest, Hungary, 6-9 September 1993. Aquaculture, 129:476-477.
    Varadi, L. 1995. Equipment for the production and processing of carp. In: R. Billard & G.A.E. Gall (eds.), The Proceedings of the Second Aquaculture-sponsored Symposium held in Budapest, Hungary, 6-9 September 1993. Aquaculture, 129: 443-466.
    Varadi, L., Gorda, S., Bakos, J. & Jeney, Z. 2002. Management of Broodstock and Quality Control of Fish Seed in Hungary. Naga, World Fish Center Quarterly 25(3&4):45-47.
    Wohlfarth, G.W., Moav, R. & Hulata, G. 1983. A genotype-environment interaction for growth rate in the common carp, growing in intensively manured ponds. Aquaculture 33:187-195.
    Wohlfarth, G.W. 1984. Common carp. In: I.L. Mason (ed), Evolution of domesticated animals, Longman, London and N.Y, USA. pp. 375-380.
    Woynarovich, E. 1979. The Feasibility of Combining Animal Husbandry with Fish Farming, with special reference to Duck and Pig Production. In: T.V.R. Pillay & Wm.A. Dill (eds.), Advances in Aquaculture, FAO technical Conference on Aquaculture, 26 May-2 June 1976, Kyoto, Japan. Fishing News Books Ltd, UK. pp. 203-208.
    Woynarovich, E. & Horvath, L. 1980. The artificial propagation of warm-water finfishes - a manual for extension. FAO Fisheries Technical Paper No. 201. FAO, Rome, Italy. 183 pp.
    Liens utiles
     
    Powered by FIGIS