La réalisation de l'ia est l'étape finale d'une chaîne de procédures qui requiert une attention constante à tous les stades.
Des conditions stressantes sont à proscrire. Selon les troupeaux, différents équipements sont nécessaires:
Espèce ovine
Moments d'ia. Après synchronisation de l'œstrus avec éponges et PMSG le moment optimal pour une seule insémination (semence à l'état liquide ou congelée) est 55 heures ± 1 heure après le retrait de l'éponge. Si deux ia sont effectuées au cours du même œstrus, elles peuvent être réalisées50 et 60 heures après retrait. Chez les agnelles, où l'œstrus apparaît plus tôt que chez les adultes, il est nécessaire d'inséminer 50 heures ± 1 heure après retrait (tableau 28).
TABLEAU 28
Conditions pour l'IA des races françaises de brebis
| Saison |
Femelles |
Forme de conservation | Durée de traitement (jours) | PMSG dose (UI) |
Nombre de spz (x106) |
Volume paillette (ml) | Nombre d'ia | Horaires (heures après retrait de l'éponge) |
|
Anœstrus |
Brebis | Liquide | 12 |
500-700 |
400 | 0,25 |
1 |
55±1 |
| Agnelles | Liquide | 12/14 |
500 |
400 |
0,25 | 1 | 55±1 | |
| Saison | Brebis | Liquide | 12/14 |
400-500 |
400 |
0,25 | 1 | 55±1 |
| sexuelle | ||||||||
| Congelée | 12/14 |
400-500 |
900 |
2 x 0,50 |
1 ou 2 |
55±1ou | ||
| 50 et 60 | ||||||||
| Agnelles | Liquide | 12/14 |
400 |
400 |
0,25 |
1 |
53±1 |
Toutefois, cet horaire d'ia doit être appliqué seulement aux races pour lesquelles il a été testé (essentiellement les races françaises de brebis). Pour les races chez lesquelles aucun traitement hormonal n'a été étudié, il est nécessaire de tester différents horaires d'insémination, afin de trouver le mieux adapté.
Après détection biquotidienne de l'œstrus naturel, il est recommandé d'inséminer les femelles 15 à 17 heures après la première détection.
Nombre de spermatozoïdes:
Qualité de la semence. Comme mentionné plus haut, il est recommandé d'inséminer avec de la semence fraîche qui a une motilité massale de 4,0 sur 5,0 et un pourcentage de spermatozoïdes anormaux inférieur à 15 pour cent; en semence congelée les mêmes caractéristiques sont applicables, avec en plus 15 pour cent de cellules vivantes d'une motilité de 2,5,180 minutes après dégel.
Espèce caprine
Moments d'ia. Après synchronisation de l'œstrus avec éponges et PMSG le moment optimal pour une seule insémination (semence fraîche ou congelée) est 45 heures ± 1 heure après le retrait de l'éponge. Si deux ia sont réalisées au cours du même œstrus (cas de la chèvre Saanen laitière avant le 15 juin en France), elles peuvent être réalisées 30 et 48 heures après retrait.
Toutefois, cet horaire d'ia doit être appliqué seulement aux races pour lesquelles il a été testé (essentiellement les races laitières françaises de chèvres). Pour les races chez lesquelles aucun traitement hormonal n'a été étudié, il est nécessaire de tester différents horaires d'insémination, afin de trouver le mieux adapté, ou bien de préciser le moment d'apparition de la décharge préovulatoire de LH.
Après détection de l'œstrus naturel, il est recommandé d'inséminer les femelles 12 et 24 heures après la première détection.
Nombre de spermatozoïdes:
Qualité de la semence. Comme mentionné plus haut, il est recommandé en semence fraîche d'inséminer avec de la semence ayant une motilité massale de 4,0 sur 5,0 et en semence congelée, avec une semence possédant la même caractéristique plus 30 pour cent de cellules vivantes d'une motilité de 3,0, cinq minutes après dégel.
La semence doit être déposée à l'entrée du cervix (brebis et majorité des chèvres) ou, si possible, dans l'utérus (pour une minorité de chèvres). Les étapes sont les suivantes:
Paillettes congelées. Sortir la paillette de l'azote liquide avec une pince, la plonger directement dans le bain-marie (37-38°C) pendant 15 à 30 secondes, l'essuyer avec un papier sec, l'introduire dans le pistolet (qui est maintenu entre les lèvres ou sous les vêtements de l'opérateur pour maintenir la température), l'extrémité avec le coton du côté du piston, couper environ 1 cm de la paillette, y compris le bouchon coloré, placer une gaine, la bloquer avec l'anneau, laisser le pistolet chargé entre les lèvres de l'opérateur ou sous ses vêtements.
Etat liquide. Effectuer les mêmes opérations, mais cette fois la paillette est sortie du thermos pour être placée directement dans le pistolet.
- Il est impossible de pénétrer plus loin que 1 à 2 cm dans l'entrée du cervix; c'est ce qui se produit toujours chez la brebis et dans la majorité des cas chez la chèvre. Le pistolet est alors retiré de quelques millimètres (pour éviter un blocage par contact avec les anneaux cervicaux) et le piston est poussé lentement afin d'évacuer la semence. Cette méthode d'ia est appelée par conséquent insémination cervicale.
- Il est possible de franchir le cervix et d'introduire l'extrémité du pistolet dans l'utérus. Cette situation n'est jamais observée chez la brebis et dans la minorité des cas chez la chèvre. Le pistolet est alors retiré de quelques millimètres ou centimètres (afin que la semence soit déposée dans le corps utérin avant la séparation des deux cornes) et le piston est poussé lentement pour évacuer la semence. Cette méthode est appelée insémination intra-utérine exocervicale (pour la distinguer de l'ia intra-utérine par laparoscopie qui sera examinée ci-après). Chez la chèvre, la fréquence des ia intra-utérines varie avec le troupeau de 10 à 30 pour cent. Elle est généralement liée à la proximité de l'ovulation et, la plupart du temps, une forte proportion d'ia intra-utérines est accompagnée d'une bonne fertilité. Toutefois, il est nécessaire de garder à l'esprit que, généralement, la réussite de l'ia intra-utérine n'est pas liée à une manipulation particulière du cervix, mais seulement au fait que l'opérateur intervient au bon moment par rapport à l'ovulation. Par conséquent, il est vivement recommandé que le cervix ne soit pas «forcé» par l'opérateur. De la même façon qu'une forte proportion «naturelle» d'ia intra-utérines est liée à une bonne fertilité, un fort pourcentage d'ia intra-utérines «forcées» est néfaste.
Une publication vient de paraître concernant une méthode permettant l'ia intra-utérine transcervicale chez 82 pour cent des brebis testées. Celle-ci nécessite une position dorsale de la brebis avec l'arrière-train relevé. Une légère traction du cervix permet le passage des anneaux cervicaux à l'aide d'une aiguille fine (10 cm de long), recourbée à son extrémité. Cette opération, réalisée en moins de trois minutes par une personne expérimentée, ne nécessite ni mise à jeun, ni anesthésie de l'animal et pourrait permettre l'utilisation de doses plus faibles (intermédiaires entre celles utilisées pour les ia cervicales et celles utilisées pour les ia intra-utérines par laparoscopie). Cette technique nécessite toutefois une expérimentation plus poussée avant d'être proposée en routine. Sur le faible nombre de femelles sur lesquelles elle a été testée, la fertilité est toutefois inférieure de 10 à 15 points à celle obtenue après ia par laparoscopie. Aucune comparaison directe avec la méthode classique (ia exocervicale) n'a toutefois été publiée jusqu'à présent.
Chez les ovins, la conservation des spermatozoïdes sous forme congelée ne permet pas d'obtenir des niveaux de fertilité suffisants pour satisfaire les éleveurs. La nécessité de mettre en place un plus grand nombre de spermatozoïdes à l'entrée du cervix, ainsi que l'interaction entre les traitements hormonaux de synchronisation et la remontée des spermatozoïdes dans les cornes utérines, représente la principale limite de l'ia exocervicale. Pour surmonter ces problèmes et assurer une bonne fertilité avec l'utilisation de semence congelée, les spermatozoïdes sont directement déposés dans les cornes utérines, afin de raccourcir leur chemin jusqu'au site de fécondation.
FIGURE 67 Manipulation des chèvres pour I'IA
FIGURE 68 Manipulation des brebis pour I'IA
La semence peut être déposée après laparotomie (ouverture chirurgicale de la cavité générale) ou après laparoscopie. Cette dernière méthode est moins stressante pour les femelles inséminées; elle peut être utilisée dans des conditions de routine. Dans les deux cas, l'utilisation d'un faible nombre de spermatozoïdes est possible (environ 10 fois plus faible que celui utilisé en semence fraîche par voie exocervicale) sans diminution de la fertilité.
L'ia intra-utérine est avantageuse sous plusieurs aspects. Elle assure un taux de fertilité élevé (60 pour cent) avec la semence congelée, et permet d'augmenter le pouvoir de diffusion des mâles de haute valeur génétique et le nombre des descendants par jeune mâle dans un schéma de testage sur descendance. Elle autorise également l'utilisation, dans de tels schémas, de mâles dont la production spermatique était insuffisante. Elle permet aussi la dispersion de la semence d'animaux rares et, lorsqu'elle est utilisée sur des femelles superovulées dans le cadre d'un programme de transfert d'embryons, elle augmente le taux de fécondation des ovocytes.
FIGURE 69
Pratique de I'IA
exocervicale:
(a) matériel
(b) IA
FIGURE 70
Ia par voie laparoscopique. Lieux d'insertion des instruments chirurgicaux
1 = Trocart et canule recevant les instruments
d'optique
2 = Trocart et canule recevant les instruments d'ia
3 = Champ opératoire
4 = Ligne abdominale médiane
FIGURE 71
Contention des
femelles sur une
table spéciale pour
I'ia intra-utérine:
(a) table de
contention spéciale
(b) femelle en
position pour I'ia
En revanche, elle nécessite plus de temps, actuellement, que l'ia classique; la technique est plus complexe et ne peut être réalisée que par des opérateurs ayant une formation plus spécifique.
L'endoscopie est une technique d'exploration interne des cavités corporelles ou des conduits naturels et canaux, incluant un système optique utilisant les propriétés de propagation de la lumière dans une fibre de verre, la source lumineuse étant génératrice de lumière froide. Cela constitue l'équipement de base pour l'endoscopie. La laparoscopie est le terme plus spécifique qui désigne l'exploration de la cavité abdominale préalablement distendue par un pneumopéritoine (insufflation d'air dans la cavité).
Les brebis soumises à l'ia par laparoscopie doivent être mises à jeun de nourriture et d'eau pendant les 24 heures qui précèdent l'ia. Cela permet la réduction du volume de la vessie et de la panse qui peuvent gêner le repérage correct de l'utérus.
La manipulation doit être réalisée dans un lieu propre et sans poussière. Un groupe de deux assistants prépare les brebis et le matériel d'ia. Il est préférable d'utiliser deux tables de contention (figure 71), afin de réduire les temps de préparation entre deux inséminations. Pour la mise en place, la brebis est d'abord immobilisée des quatre pattes sur la table de contention. La laine est alors tondue en avant de l'attache de la mamelle. Cela peut être fait avec une lame de rasoir maintenue dans une pince ou avec une tondeuse électrique pour animaux. La crasse et la graisse sont enlevées en lavant la peau avec un savon antiseptique ou un détergent. La peau est ensuite stérilisée avec un antiseptique puis un anesthésique local est injecté par voie sous-cutanée 5-7 cm (optique à angle 30°) ou 0-3 cm (optique à angle 0°) devant la mamelle, 3-4 cm de chaque côté de la ligne médiane (figure 70). Le choix des sites d'injection doit se faire en évitant les vaisseaux sanguins.
La brebis est présentée en levant l'arrière-train selon un angle de 40° environ par rapport à l'horizontale.
Le trocart, la canule et l'endoscope (sauf l'œilleton) sont immergés dans une solution stérilisante non corrosive (comme indiqué par le fabricant de l'endoscope). Les instruments sont immergés dans cette solution entre deux inséminations. L'endoscope est connecté à la source lumineuse par le câble en fibre de verre et la lumière est allumée. La canule de 7 mm est reliée à la bonbonne de gaz (air ou gaz carbonique) ou à la pompe.
FIGURE 72
IA par voie laparoscopique. Vue sagittale du tractus génital femelle, montrant
une section de la corne utérine gauche
1 = Peau
2 = Péritoine
3 = Vessie
4 = Corps utérin
5 = Corne utérine droite
6 = Corne utérine gauche
7 = Ovaire droit
8 = Ovaire gauche
9 = Pavillon droit
10 =
Pavillon gauche
11
= Jonction utérotubaire gauche
12 =
Oviducte gauche
13 = Epithélium
14 = Myomètre
15 =
Endomètre
Munie de son trocart, la canule de 7 mm est insérée dans la cavité abdominale à gauche de la ligne médiane. Le trocart est retiré puis remplacé par l'endoscope. Le pneumopéritoine peut alors commencer; seul un petit volume d'air ou de gaz est nécessaire pour rendre le contenu abdominal visible, car un pneumopéritoine excessif provoque une gêne pour l'animal. Le trocart et la seconde canule recevant les instruments d'insémination sont alors insérés à droite de la ligne blanche.
L'utérus est situé immédiatement en dessous ou devant la vessie (figure 72). Dans certains cas, le volume de la vessie ne permet pas l'accès direct aux cornes utérines. Il est donc nécessaire d'avoir recours à une pince atraumatique, introduite dans la seconde canule et permettant la manipulation de la vessie et l'accès au tractus génital.
Pour l'ia, un assistant prépare le matériel d'insémination, décongèle la semence et monte la paillette dans l'aspic.
Pratique de l'ia intra-utérine. Deux techniques différentes ont été développées depuis plusieurs années en Australie, en France et au Royaume-Uni.
Ia intra-utérine avec une pipette de verre et de plastique (technique australienne. L'équipement de base pour l'insémination est une pipette de verre ou de plastique qui a un diamètre interne de 2 mm, externe de 4,5 mm et 30 cm de long. Si une pipette en verre est utilisée, elle doit être étirée en pointe et son diamètre extérieur est d'environ 0,4 mm. Les pipettes en plastique ont une aiguille hypodermique de 5 mm 24 G, reliée à une seringue de 1,0 ml.
Un assistant prépare une pipette d'ia en prenant environ 0,3 ml d'air, suivi du volume requis de semence. L'opérateur peut guider alors l'extrémité de la pipette vers une corne utérine. La pipette est introduite en ponctionnant la paroi utérine à mi-chemin entre la bifurcation des cornes utérines et la jonction utérotubaire. Le piston de la seringue est alors poussé afin d'ex- pulser la semence dont le mouvement peut être observé dans la pipette. La pipette est retirée et la même opération est répétée sur l'autre corne utérine.
FIGURE 73 Ia par voie laparoscopique. Les différents instruments pour I'ia
intra-utérine
F = Transcap
1 = Roue dentée
2 = Guide rigide court
3 = Berceau plastique
G = Aspic
4 = Guide plastique rigide
5 = Gaine plastique
6 =
Aiguille hypodermique
I = Palpateur
14 = Canule de 5 mm de diamètre
15 = Fenêtre du palpateur
Ia intra-utérine avec équipement spécial (technique française, figure 74). Le matériel d'insémination spécifique est composé d'un «transcap», d'un «palpateur» et d'un «aspic».
Le «transcap» est composé de deux parties (figure 73):
Le «palpateur» recouvre le corps du «transcap», il est constitué d'une tubulure en inox de 28 cm de long et de 5 mm de diamètre, évasée à son extrémité proximale et présentant une fenêtre à son extrémité distale.
L'«aspic» prend place à l'intérieur du corps du «transcap» (figures 73 et 75). C'est une tubulure en plastique, à usage unique, de 3 mm de diamètre et de 31 cm de long. Ouvert à son extrémité proximale, l'«aspic» est équipé d'une aiguille très fine à son extrémité distale, de 5 mm de long et de 0,7 mm de diamètre, qui permet la ponction de la corne utérine. Cette aiguille est protégée par un manchon en plastique. L'«aspic» qui est main- tenu dans le corps du «transcap» par l'écrasement du joint entre la poignée et le corps du «transcap» reçoit la paillette d'insémination de 0,25 ml. Le jonc permet de positionner correctement la paillette dans l'extrémité distale de l' «aspic». Le «transcap» est introduit à l'intérieur de la cavité abdominale à travers un trocart de 5 mm de diamètre (figure 75).
FIGURE 74
IA intra-utérine
Conditions d'utilisation de l'ia intra-utérine et résultats de fertilité
L'utilisation de la technique décrite ci-dessus, conduit à des fertilités pouvant dépasser 70 pour cent de mise bas lorsque l'ia est réalisée de 55 à 65 heures chez les ovins et de 45 à 55 heures chez les caprins après le retrait de l'éponge.
Beaucoup de facteurs sont susceptibles de modifier le résultat de l'ia; la plupart d'entre eux ont été examinés tout au long des chapitres de ce manuel. Il est intéressant cependant d'essayer de dresser la liste de ces différents facteurs.
Le nombre total de spermatozoïdes inséminés par femelle est un des principaux facteurs capables de diminuer la fertilité. Il est nécessaire de connaître, dans une race donnée, pour des femelles synchronisées dans des conditions données et avec des conditions précises de stockage, le seuil à franchir pour obtenir une fertilité correcte.
Avec de la semence fraîche de bélier conservée moins de huit heures (à +15°C) après la collecte et inséminée chez des femelles synchronisées par des traitements hormonaux, le nombre optimal de spermatozoïdes totaux pour dépasser une fertilité de 65 pour cent est de 400 x 106. Si la semence est stockée de huit à 10 heures, il est recommandé d'utiliser 500 x 106 spermatozoïdes par ia. Lorsque de la semence congelée est utilisée, avec ia exocervicale, il est nécessaire d'employer 900 x 106 spermatozoïdes.
Chez la chèvre, où la semence congelée est utilisable avec succès, le nombre total de spermatozoïdes à inséminer après synchronisation hormonale de l'œstrus varie actuellement de 100 à 200 x 106.
Tous ces résultats sont obtenus avec les techniques décrites précédemment pour le traitement et le stockage de la semence. Plusieurs expérimentations sont cependant encore en cours pour diminuer ce nombre de spermato- zoïdes.
Dans l'espèce ovine, la fertilité de la semence fraîche est fortement corrélée avec le pourcentage de spermatozoïdes anormaux de la semence; plus le pourcentage d'anormaux est élevé, plus la fertilité est basse. Il peut être considéré que, au printemps pour une race saisonnée, à chaque augmentation de 10 pour cent des spermatozoïdes anormaux correspond une diminution de 8 pour cent de fertilité.
FIGURE 75 IA
par voie laparoscopique. Les différents instruments en place dans la
femelle, avec le palpateur
I = palpateur, voir figure 73
Dans l'espèce caprine, la motilité individuelle des spermatozoïdes conservés à l'état liquide, apparaît liée à la fertilité. Si les femelles sont inséminées avec de la semence de faible motilité (inférieure à 3,5 sur 5), la fertilité peut descendre jusqu'à 20 pour cent.
Même avec des conditions fixes de collecte et de conservation, il subsiste une variabilité importante de la fertilité individuelle des mâles. La fertilité individuelle de boucs adultes, sélectionnés durant leur jeune âge en fonction de leur aptitude à produire de la semence utilisable pour l'ia, varie de 45 à 68 pour cent. Dans ce cas, les spermatozoïdes étaient tous collectés et traités avec la même technique puis inséminés dans différents troupeaux de telle façon que chaque bouc était réparti sur différentes femelles.
Chez le bélier adulte, la fertilité varie de 33 pour cent à plus de 70 pour cent au printemps et de 60 à 80 pour cent à l'automne.
Il est en général plus facile d'atteindre une fertilité élevée en inséminant des femelles en œstrus naturel qu'en inséminant des femelles en œstrus synchronisé par voie hormonale. Cela peut être dû à l'effet dépressif des hormones sur la survie des spermatozoïdes dans le tractus génital femelle et/ou à la qualité de l'œuf et du corps jaune qui peuvent être plus faibles après œstrus synchronisé.
Il apparaît maintenant clairement que le lieu de dépôt de la semence est l'un des facteurs les plus importants susceptibles de modifier profondément le taux de fertilité.
Lorsque la semence liquide de bélier est déposée dans le vagin au lieu du cervix, la fertilité est plus faible d'environ 10 pour cent. Quand, chez la brebis, la semence est déposée directement dans les cornes utérines, il est possible de diviser par dix environ le nombre total de spermatozoïdes.
Dans l'espèce caprine, l'ia intra-utérine, effectuée pendant l'ia exocervicale, permet d'augmenter la fertilité de 10 pour cent par rapport à l'ia cervicale et la fertilité dépend alors moins de la motilité individuelle des spermatozoïdes. L'ia par endoscopie permet, comme chez la brebis, de faire tomber le nombre de spermatozoïdes à 20 x 106 spermatozoïdes, en augmentant de 10 pour cent environ la fertilité par rapport à l'ia exocervicale.
Chez la brebis, lorsque les femelles sont encore en train d'allaiter leurs agneaux, la fertilité après traitement hormonal est réduite. Le taux de fertilité s'accroît progressivement avec le temps (figure 76). Un minimum de 60 et 90 jours post-partum est recommandé respectivement pour l'ia intra-utérine et cervicale chez la brebis.
Chez la chèvre alpine et Saanen, la fertilité est réduite lorsqu'un traitement hormonal est appliqué avant 120 jours post-partum. Même après ce délai, il est recommandé d'accroître de 100 UI le dosage de PMSG chez les chèvres qui produisent plus de 3,5 kg de lait par jour au moment du traitement.
La fertilité maximale des femelles est située entre 1,5 et 3 ans d'âge. Après cinq ans d'âge, la fertilité diminue progressivement (figure 77). Les femelles très jeunes peuvent être moins fertiles que les adultes, mais les mêmes taux de fertilité peuvent être atteints si elles sont inséminées au bon moment après le retrait de l'éponge avec le nombre correct de spermatozoïdes. Avec de telles adaptations, il est possible d'atteindre la même fertilité que chez les brebis et les chèvres adultes.
Chez les races saisonnées, la saison d'ia est l'une des principales sources de variation de la fertilité. Dans ces races, la fertilité est généralement plus faible pendant la saison d'anœstrus (même si les femelles sont synchronisées par voie hormonale), que si elles sont traitées et inséminées pendant la saison sexuelle. Lorsque la semence est utilisée à l'état liquide (bélier), cette plus faible fertilité peut également être due au mâle qui subit aussi une baisse saisonnière de la fécondance de sa semence.
FIGURE 76
Fertilité après induction hormonale de
l'œstrus chez des brebis Ile-de-France allaitant un agneau. Influence de la saison et de l'intervalle mise
bas-ia
Le niveau d'alimentation est capable de modifier la fertilité de l'ia. Dans des troupeaux où l'alimentation est de niveau insuffisant ou peu appropriée, les résultats sont en général mauvais. Plusieurs cas de diminution importante de la fertilité à cause de composés œstrogéniques ont été décrits. Un niveau d'alimentation trop élevé peut également être néfaste à la fertilité: des brebis grasses ont une fertilité réduite par rapport aux brebis normales.
La température et le stress peuvent aussi provoquer une réduction de la fertilité des femelles inséminées.
FIGURE 77
Relations entre l'âge, la fertilité (F)
et la taille de portée (LS) chez la brebis Lacaune inséminée
artificiellement après induction hormonale de l'œstrus
La fertilité après ia varie également selon F inséminateur, sans que l'on puisse clairement identifier les raisons des différences entre techniciens. Cet effet est également souvent confondu avec un effet élevage, puisque ce sont souvent les mêmes inséminateurs qui interviennent dans les mêmes troupeaux d'une année sur l'autre. Il convient cependant de vérifier régulièrement les taux de fertilité par inséminateur afin d'identifier ceux ayant les moins bons résultats et d'entreprendre avec eux une démarche de recherche des causes possibles de cette situation.
Quand l'opérateur insémine artificiellement les femelles d'un troupeau, il doit avoir présent à l'esprit qu'il peut lui-même être le vecteur de trans- mission d'agents infectieux d'une femelle à l'autre et d'un troupeau à l'autre. Il doit, par conséquent, nettoyer soigneusement et désinfecter l'équipement utilisé dans un troupeau et détruire, ou laisser sur place, tous les produits qui peuvent être contaminés par contact avec le mucus cervical, le sang, etc. L'utilisation de seringues et d'aiguilles à usage unique est vivement recommandée. Une désinfection méticuleuse des bottes, des vêtements, ainsi que des mains est recommandée après chaque session d'ia dans un troupeau.
