Se realizó un muestreo mensual de los embalses de Porvenir, Najada y Zaza. De los embalses de Porvenir y Najada se poseen datos desde Febrero de 1983 a Abril de 1984.
En Porvenir se muestrearon 6 estaciones y en Najada 4 de acuerdo con lo dispuesto en la consultoría anterior. Los niveles muestreados fueron superficie y fondo.
Las aguas de Porvenir se han mantenido considerablemente oligotróficas (con transparencias del disco de Secchi de hasta 5 m) el 02 se mantiene elevado en profundidad y los valores de nutrientes son bajos.
Najada continúa considerablemente eutrófico. La tensión de O2 se mantiene reducida en profundidad durante todo el año. La concentración de P y Na es muy alta, así como la relacción P:N, lo que da lugar al mantenimiento de poblaciones de cianofíceas.
De la presa de Zaza no se dispone de resultados para comentar. El zooplancton, con Diaptomus asymetricus y Thermocyclops crassus es muy similar al de las micropresas de Ramírez y las Delicias.
El estudio del bentos de estos embalses se comenzó a partir de mediados de 1983, y el de la vegetación a finales del mismo año.
En 1983 se elaboraron los informes sobre la fertilización de las micropresas.
Durante todo el período se completaron los preparativos para la campaña extensiva de muestreo.
El programa comprende el estudio de 80 embalses repartidos por todo el país. Se eligieron los más representativos dentro del rango de variación observado en Cuba, y preferentemente aquellos destinados a la pesca.
En principio se tiene prevista la realización de sus campañas de muestreo, una en la estación de lluvias y otra en la estación seca. Cada campaña durará aproximadamente dos meses y se realizará en dos etapas. La primera etapa comprende un recorrido que se inicia en Oriente y acaba en la Habana; mientras que la segunda queda destinada a la misma provincia de la Habana y a las micropresas de Pinar del Río.Las acciones se encuentran programadas y se dispone de una buena cartografía 1:50 000.
La metodología que ha quedado fijada para el estudio extensivo es la siguiente:
Se elegirá el lugar más profundo, preferentemente cercano a la presa, para la obtención de todos los parámetros limnológicos. Si es posible se aconseja la visita a los afluentes para realizar observaciones de campo y medidas que no necesiten del transporte de agua.
En la estación elegida se tomarán muestras de superficie, 5 m y fondo. En las presas poco profundas (de menos de 7 m), se podrá tomar sólo superficie y fondo.
Temperatura: Termistor eléctrico
Conductividad: Conductivimetro
Color: según la escala de Forel Ule
Transparencia: disco de Secchi y célula fotoeléctrica (actualmente fuera de servicio)
Oxígeno: Oxímetro eléctrico
pH: pH metro eléctrico
Alcalinidad, dureza, NO3-, NO2-, Cl-, SO4=: la muestra se recoge en botella de litro de plástico y se fija con 0,5 ml de cloroformo, los análisis se realizarán en el laboratorio de acuerdo con la metodología especificada en el Standard Methods.
NH4+ : Amonímetro
PO4≡ : la muestra se recoge en botella de vidrio y se fija con cloroformo. El análisis se efectúa según el método de Murphy y Riley.
Metales: la muestra se recoge en botella de vidrio y se fija con ácido nítrico. La valoración es por espectrofotometría de llama.
Producción primaria: las estimas se efectuarán por el método de oxígeno. Se dispone además de un radiómetro para medir la radiación incidente mientras dura el experimento (2 horas como mínimo) y poder normalizar los resultados.
Las medidas se efectuarán en agua de superficie utilizando tres botellas claras y tres oscuras. Las valoraciones de oxígeno se harán utilizando un oxímetro eléctrico.
Clorofila: se recogen 1–2 litros de superficie, 5 m y fondo. Las algas se retienen por filtración en un filtro millipore de 0,8 μm. Los filtros se guardan en la oscuridad y en frío (0–5 °C) en frascos de vidrio herméticos con 5 ml de acetona. En este estado se pueden conservar más de un mes. Conviene filtrar más de 1 litro del agua del embalse aunque para ello haya que utilizar varios filtros. Anotar el volumen de agua filtrada, en litros (B).
En el laboratorio se macera la suspensión de algas, se centrífuga y se mide el volumen total (V) en ml; a continuación se lee la concentración del sobrenadante a 430, 665, 645, 630 nm en un espectrofotómetro con cubetas de 1 cm.
La concentración de clorofila, en μg/ml, del estracto se obtendrá según cualquiera de las ecuaciones propuestas en la literatura y que ya se encuentra a disposición de la contraparte.
La concentración de clorofila en el agua del embalse se obtendrá:
Fitoplancton: las muestras para el estudio cuantitativo se recogen en frascos de vidrio y se fijan con lugol. La botella debe quedar bien tapada o bien protegida de la luz, ya que de lo contrario el godo desaparece.
Los contajes se realizarán con ayuda de un microscopio invertido. El volumen de agua a sedimentar depende de la concentración de fitoplancton. En aguas no muy productivas se pueden emplear cubetas de 100 ml (2,5 cm de Æ y 20 cm de altura); para aguas eutróficas basta con cubetas de 10 ml.
El procedimiento consiste en contar las algas que aparecen en cada campo del microscopio. Se puede utilizar 200 aumentos para contar las algas mayores (Closterium, Ceratium, Peridinium) y 400 para las menores. El número de campos a contar, de área conocida, es a criterio de cada investigador y depende también de la naturaleza de la muestra. El uso de espectros de diversidad (curvas de incremento de la diversidad acumulada en función del área de observación) es muy útil y permite decidir sobre un área mínima óptima. Generalmente se puede detener el contaje cuando el alga más abundante ha aparecido ya 400–500 veces. Una vez contado el número de campos necesarios se puede extrapolar el número de células total presente en todo el área de la cubeta que corresponde al volumen sedimentado. Las muestras cualitativas se recogerán arrastrando una red de 400 μm. Estas muestras no tienen valor cuantitativo y sólo sirven para elaborar el inventario de las especies de mayor tamaño. La fijación es con formol al 4 %.
Zooplancton: Las muestras cuantitativas se recogerán con botella van Dorn. El contenido de la botella se vierte sobre un filtro de 100 μm. Se filtrarán 18 litros sobre un mismo filtro procedente de tres muestreos hechos con la botella a 0 m, 5 m y fondo. En el caso de aguas poco profundas se eligirá un nivel intermedio arbitrario. El contenido del filtro será lavado dentro del frasco destinado al transporte y fijado con formol al 4 %.
El contaje se hará al estereomicroscopio. Se recomienda concentrar el zooplancton (por decantación, por ejemplo) y vertirlo sobre una placa pequeña (de 3–4 cm de diámetro) con el fondo reticulado.
Las muestras cualitativas se recogerán arrastrando una red de 100 μm. El contenido se fijará con formol al 4 %.
Perifiton: el muestreo cualitativo puede hacerse pasando una red de mano entre los macrofitos. También es conveniente arrancar macrofitos y lavarlos enérgicamente dentro de la red. El contenido de la red puede guardarse en frascos de vidrio y fijarse con formol al 4 %. Con este sistema pueden identificarse algunas especies, principalmente anfípodos, cladóceros, copépodos, ostrácodos, larvas de insectos, rotíferos provistos de loriga dura, tecamébidos, etc. Sin embargo el examen de otras formas de vida como colonias de ciliados peritricos, algunos gusanos, etc., requiere la observación en vivo.
El muestreo cuantitativo plantea más problemas. El sistema de arte de áreas normalizadas puede servir para especies sésiles y muchas veces requiere de su observación y contaje en vivo. Este sistema no puede ser utilizado en un muestreo extensivo como el que nos ocupa.
Si se quiere disponer de algunos datos comparativos entre embalses acerca de la composición, cantidad e importancia del alimento a disposición de los peces entre la vegetación se recomienda el lavado de una masa normalizada de macrofitos. Esto se puede conseguir, por ejemplo, llenando un recipiente de 10 litros con macrofitos y enjuagando después con agua sobre una red hasta que estos queden limpios.
Bentos: el bentos se recogerá con una draga Ekman. El contenido de la draga se lava hasta eliminar el material fino. Después, el residuo grueso se fija con formol al 4 %.
Además se recogerá una porción de sedimento sin lavar para análisis de materia orgánica.
En el laboratorio se hará abundancia y biomasa de los diferentes grupos de organismos.
Macrofitos: se identificarán las especies de cada embalse señalando su importancia relativa.
En el embalse de Porvenir se han seleccionado dos comunidades, una de Elodea canadiensis y otra de Potamogeton sp. para el estudio de cambios de biomasa por corte directo. Además se efectuarán estudios de la distribución vertical de la biomasa.
La segunda semana de la consultoría fue dedicada al muestreo de los embalses de Santiago de Cuba y Guantánamo. Este muestreo coincidia con el inicio de la primera campaña y tenía por objeto poner a prueba la metodología diseñada y los equipos.
Los embalses visitados fueron los siguientes: Céspedes, Protesta de Baraguá y Charco Mono en Santiago de Cuba y Jaibo y Yaya en Guantánamo. Se trata de grandes presas situadas en zonas de montaña. A excepción de Charco Mono cuyas aguas se destinan al suministro de agua de la ciudad de Santiago de Cuba, el resto se encuentra en explotación pesquera.
Durante el muestreo, los embalses se encontraban considerablemente por debajo de su capacidad máxima y en período de rápido llenado; en Charco Mono gran parte de la vegetación terrestre de los taludes se encontraba inundada. El agua que entra en los embalses se sitúa en el fondo debido a la gran carga de sólidos en suspensión, sin embargo su mineralización es mucho menor. Esto puede constituir un mecanismo de renovación de agua hipolimnetica particularmente ventajoso en el caso de aguas muy eutróficas o contaminadas.
Las aguas son poco mineralizadas (200–400 μS). Sin embargo parece que son los carbonatos los que aportan más a la conductividad, ya que la alcalinidad es considerablemente elevada (3–3, 5 meg/l). La riqueza en carbonatos se manifiesta además en la incrustación de la vegetación acuática.
La eutrofia es elevada en todos los embalses. Los valores de profundidad de visión del disco de Secchi oscilan entre 0,5 y 2 m; sin embargo hay que considerar también que la proporción de sólidos en suspensión es considerable. El oxígeno es saturado en superficie y decae en el fondo sin llegar a la anoxia total; en Protesta de Baraguá hay déficit en toda la columna vertical debido a contaminaciones recientes por residuos del procesamiento de la caña de azúcar. Los fangos son siempre reducidos excepto en Jaibo donde la capa superficial del sedimento aparecía oxidada.
Céspedes carece de vegetación acuática y presenta los taludes despoblados y muy erosionados, posiblemente debido a su fuerte pendiente; de todos los embalses fue el que presentaba las aguas profundas más turbias.
En el resto de los embalses el desarrollo de la vegetación era variable. En Jaibo se observaban algunas manchas alejadas de la cortina, que no se visitaron. En Protesta de Baraguá los márgenes del río se encontraban festoneados de una franja de Eichhornia crassipes en flor. Yaya es el más rico en vegetación acuática de los visitados; las bancos de vegetación (Elodea canadiensis acompañada de Eichhornia crassipes, Najas sp. y N. guadalupensis) forman islas que salpican toda la superficie del embalse y soportan una comunidad heleoplanctónica muy rica en organismos (anfípodos, larvas de odonato …) que seguramente protagoniza el mayor potencial alimenticio del embalse para los peces.
El equipo investigador cuenta con total autonomía para los desplazamientos. Se dispone de un vehículo todo terreno capaz de arrastrar un remolque con una barca.
El material empleado en las muestras reveló una gran eficacia. Todos los aparatos son nuevos y se encuentran en perfecto estado de uso.
Se recomienda el máximo cuidado en el etiquetado y en el traslado de las muestras. Los recipientes para pigmentos, zooplancton y fitoplancton con tapón esmerilado no son adecuados; son demasiado grandes y frágiles.
Para pigmentos se recomienda la adquisición rápida de tubos herméticos de vidrio con tapón roscado y con obturador de 15 ml de capacidad.
Para zooplancton se recomiendan tubos de boca ancha de 5–7 cm de altura y aproximadamente 20 ml de capacidad.
Para fitoplancton se recomiendan botellas de vidrio de 150 ml con tapón roscado y obturadores.
