S.J.W.H. Oude Elferink* y F. Driehuis |
J.C. Gottschal y S.F. Spoelstra |
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Institute for Animal Science and Health (ID-DLO) |
Dept. Microbiology, Groningen State University |
P.O. Box 65, |
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* Corresp. autor: Tel: +31-320-238238; Fax: +31-320-237320. E-mail: <[email protected]>
INTRODUCCIÓN
El forraje fresco de cultivos como maíz, gramíneas, leguminosas, trigo y alfalfa, puede ser conservado por medio del ensilaje. En muchos países los forrajes ensilados son muy apreciados como alimento animal. En Europa, los agricultores de países como Holanda, Alemania y Dinamarca, almacenan más de 90 por ciento de sus forrajes como ensilaje. Aún en países con buenas condiciones climáticas para la henificación, como Francia e Italia, cerca de la mitad del forraje es ensilado (Wilkinson et al., 1996). Para producir un ensilaje de buena calidad es esencial asegurar que se produzca una buena fermentación microbiana en el ensilado. El proceso de fermentación no depende sólo del tipo y la calidad del forraje, sino también de la técnica empleada para la cosecha y para el ensilaje. El presente estudio reseña el conocimiento actual de los aspectos microbiológicos del ensilaje, con el propósito de ayudar a elegir la estrategia más apropiada para producir un ensilaje de alta calidad.
EL PROCESO DEL ENSILAJE
El ensilaje es una técnica de preservación de forraje que se logra por medio de una fermentación láctica espontánea bajo condiciones anaeróbicas. Las bacterias epifíticas de ácido láctico (BAC) fermentan los carbohidratos hidrosolubles (CHS) del forraje produciendo ácido láctico y en menor cantidad, ácido acético. Al generarse estos ácidos, el pH del material ensilado baja a un nivel que inhibe la presencia de microorganismos que inducen la putrefacción. Una vez que el material fresco ha sido almacenado, compactado y cubierto para excluir el aire, el proceso del ensilaje se puede dividir en cuatro etapas (Weinberg y Muck, 1996; Merry et al., 1997).
Fase 1 - Fase aeróbica. En esta fase -que dura sólo pocas horas- el oxigeno atmosférico presente en la masa vegetal disminuye rápidamente debido a la respiración de los materiales vegetales y a los microorganismos aeróbicos y aeróbicos facultativos como las levaduras y las enterobacterias. Además hay una actividad importante de varias enzimas vegetales, como las proteasas y las carbohidrasas, siempre que el pH se mantenga en el rango normal para el jugo del forraje fresco (pH 6,5-6,0).
Fase 2 - Fase de fermentación. Esta fase comienza al producirse un ambiente anaeróbico. Dura de varios días hasta varias semanas, dependiendo de las características del material ensilado y de las condiciones en el momento del ensilaje. Si la fermentación se desarrolla con éxito, la actividad BAC proliferará y se convertirá en la población predominante. A causa de la producción de ácido láctico y otros ácidos, el pH bajará a valores entre 3,8 a 5,0.
Fase 3 - Fase estable. Mientras se mantenga el ambiente sin aire, ocurren pocos cambios. La mayoría de los microorganismos de la Fase 2 lentamente reducen su presencia. Algunos microorganismos acidófilos sobreviven este período en estado inactivo; otros, como clostridios y bacilos, sobreviven como esporas. Sólo algunas proteasas y carbohidrasas, y microorganismos especializados, como Lactobacillus buchneri que toleran ambientes ácidos, continúan activos pero a menor ritmo. Más adelante se discutirá la actividad de L. buchneri.
Fase 4 - Fase de deterioro aeróbico. Esta fase comienza con la apertura del silo y la exposición del ensilaje al aire. Esto es inevitable cuando se requiere extraer y distribuir el ensilaje, pero puede ocurrir antes de iniciar la explotación por daño de la cobertura del silo (p. ej. roedores o pájaros). El período de deterioro puede dividirse en dos etapas. La primera se debe al inicio de la degradación de los ácidos orgánicos que conservan el ensilaje, por acción de levaduras y ocasionalmente por bacterias que producen ácido acético. Esto induce un aumento en el valor del pH, lo que permite el inicio de la segunda etapa de deterioro; en ella se constata un aumento de la temperatura y la actividad de microorganismos que deterioran el ensilaje, como algunos bacilos. La última etapa también incluye la actividad de otros microorganismos aeróbicos -también facultativos- como mohos y enterobacterias. El deterioro aeróbico ocurre en casi todos los ensilajes al ser abiertos y expuestos al aire. Sin embargo, la tasa de deterioro depende de la concentración y de la actividad de los organismos que causan este deterioro en el ensilaje. Las pérdidas por deterioro que oscilan entre 1,5 y 4,5 por ciento de materia seca diarias pueden ser observadas en áreas afectadas. Estas pérdidas son similares a las que pueden ocurrir en silos herméticamente cerrados y durante períodos de almacenaje de varios meses (Honig y Woolford, 1980).
Para evitar fracasos, es importante controlar y optimizar el proceso de ensilaje de cada fase. En la fase 1, las buenas prácticas para llenar el silo permitirán minimizar la cantidad de oxígeno presente en la masa ensilada. Las buenas técnicas de cosecha y de puesta en silo permiten reducir las pérdidas de nutrientes (CHS) inducidas por respiración aeróbica, dejando así mayor cantidad de nutrientes para la fermentación láctica en la Fase 2. Durante las Fases 2 y 3, el agricultor no tiene medio alguno para controlar el proceso de ensilaje. Para optimizar el proceso en las Fases 2 y 3 es preciso recurrir a aditivos que se aplican en el momento del ensilado y cuyo uso se discutirá más adelante. La Fase 4 comienza en el momento en que reaparece la presencia del oxígeno. Para minimizar el deterioro durante el almacenaje, es preciso asegurar un silo hermético; las roturas de las cubiertas del silo deben ser reparadas inmediatamente. El deterioro durante la explotación del silo puede minimizarse manejando una rápida distribución del ensilaje. También se pueden agregar aditivos en el momento del ensilado, que pueden reducir las pérdidas por deterioro durante la explotación del silo.
LA MICROFLORA DEL ENSILAJE
La microflora del ensilaje juega un papel clave para el éxito del proceso de conservación. Puede ser dividida en dos grupos principales: los microorganismos benéficos y los microorganismos indeseables. Los microorganismos benéficos son los microorganismos BAC. Los indeseables son aquellos organismos que causan el deterioro anaeróbico (p. ej. clostridios y enterobacterias) o deterioro aeróbico (ej. levaduras, bacilos, Listeria sp. y mohos). Muchos de estos organismos indeseables no sólo reducen el valor nutritivo del ensilaje sino que pueden además afectar la salud de los animales o alterar la calidad de la leche, o ambas (p. ej.: Listeria sp., clostridios, hongos y bacilos).
Microorganismos benéficos - Bacterias que producen ácido láctico (BAC)
Las bacterias BAC pertenecen a la microflora epifítica de los vegetales. Su población natural crece significativamente entre la cosecha y el ensilaje. Esto se explica por la reactivación de células latentes y otras no cultivadas, y no por la inoculación de las máquinas cosechadoras o por el simple crecimiento de la población original. Las características del cultivo como, contenido de azúcares, contenido de materia seca y composición de los azúcares, combinados con las propiedades del grupo BAC así como su tolerancia a condiciones ácidas o de presión osmótica, y el uso del substrato, influirán en forma decisiva sobre la capacidad de competencia de la flora BAC durante la fermentación del ensilaje (Woolford, 1984; McDonald et al., 1991).
Los componentes BAC que se asocian con el proceso de ensilaje pertenecen a los géneros: Lactobacillus, Pediococcus, Leuconostoc, Enterococcus, Lactococcus y Streptococcus. La mayoría de ellos son mesófilos, o sea que pueden crecer en un rango de temperaturas que oscila entre 5° y 50°C, con un óptimo entre 25° y 40°C. Son capaces de bajar el pH del ensilaje a valores entre 4 y 5, dependiendo de las especies y del tipo de forraje. Todos los miembros del BAC son aeróbicos facultativos, pero muestran cierta preferencia por la condición anaeróbica (Holzapfel y Schillinger 1992; Hammes et al., 1992; Devriese et al., 1992; Weiss, 1992; Teuber et al., 1992).
Tomando en cuenta su metabolismo de los azúcares, los miembros BAC pueden ser clasificados como homofermentadores obligatorios, heterofermentadores facultativos o heterofermentadores obligatorios. Los homofermentadores obligatorios producen más de 85 por ciento de ácido láctico a partir de hexosas (azúcares C6) como la glucosa, pero no pueden degradar las pentosas (azúcares C5) como la xilosa. Los heterofermentadores facultativos también producen principalmente ácido láctico a partir de hexosas, pero además pueden degradar algunas pentosas produciendo ácido láctico, ácido acético y/o etanol. Los heterofermentadores obligatorios degradan las hexosas y las pentosas, pero se distinguen de los homofermentadores en que degradan las hexosas en proporciones equimolares de ácido láctico, CO2, ácido acético y/o etanol (Hammes et al., 1992; Schleifer y Ludwig 1995). Los homofermentadores obligatorios reúnen especies como Pediococcus damnosus y Lactobacillus ruminis. Los heterofermentadores facultativos incluyen a Lactobacillus plantarum, L. pentosus, Pediococcus acidilactici, P. pentosaceus y Enterococcus faecium. Los heterofermentadores obligatorios incluyen miembros del género Leuconostoc y algunos Lactobacillus como L. brevis y L. buchneri (Devriese et al., 1992; Weiss, 1992; Holzapfel y Schillinger, 1992; Hammes et al., 1992).
Microorganismos indeseables
Levaduras
Las levaduras son microorganismos eucarióticos, anaeróbicos facultativos y heterotróficos. En todo ensilaje, tanto la actividad de levaduras anaeróbicas como aeróbicas son indeseables. Bajo condiciones anaeróbicas las levaduras fermentan azúcares produciendo etanol y CO2 (Schlegel, 1987; McDonald et al., 1991). La producción de etanol no sólo disminuye el azúcar disponible para producir ácido láctico, sino que también produce un mal gusto en la leche (Randby et al., 1999). Bajo condiciones aeróbicas, muchas especies de levaduras degradan el ácido láctico en CO2 y H2O. La degradación del ácido láctico eleva el valor del pH del ensilaje, lo cual a su vez permite el desarrollo de otros organismos indeseables (McDonald et al., 1991).
Las poblaciones de levaduras pueden alcanzar hasta 107 unidades formadoras de colonias (UFC) por gramo durante las primeras semanas del proceso de ensilaje; un período prolongado de almacenaje reduce gradualmente la presencia de levaduras (Jonsson y Pahlow, 1984; Middelhoven y van Baalen, 1988; Driehuis y van Wikselaar, 1996). La supervivencia de las levaduras durante el almacenaje depende de la severidad de la anaerobiosis y la concentración de ácidos orgánicos. La presencia de oxígeno facilita la supervivencia y el desarrollo de las levaduras durante el almacenaje (Jonsson y Pahlow, 1984; Donald et al., 1995), mientras que un contenido elevado de ácido fórmico o ácido acético reducen su supervivencia (Driehuis y van Wikselaar, 1996; Oude Elferink et al., 1999). La actividad inicial de las levaduras parece ser incrementada en forrajes que generan niveles bajos de pH (<5), por ejemplo, cuando se trata de materiales con un alto contenido de azúcares como papas, cáscaras de naranja o remolacha azucarera, o cuando se emplean aditivos ácidos. Bajo estas condiciones el ensilaje resultante tiene concentraciones altas de etanol y bajas en ácido láctico (Henderson et al., 1972; Ashbell et al., 1987; Weinberg et al., 1988; Driehuis y van Wikselaar, 1996). Más adelante se describen los aditivos desarrollados para reducir la actividad de las levaduras en el ensilaje.
Enterobacterias
Las enterobacterias son organismos anaeróbicos facultativos. Se considera que la mayoría de las enterobacterias presentes en el ensilaje no son patógenas. Pese a ello su desarrollo en el ensilaje es perjudicial porque compiten con los integrantes del BAC por los azúcares disponibles, y porque además pueden degradar las proteínas. La degradación proteica no sólo causa una reducción del valor nutritivo del ensilaje, sino que también permite la producción de compuestos tóxicos tales como aminas biogénicas y ácidos grasos de cadena múltiple. Se sabe que las aminas biogénicas tienen un efecto negativo sobre la palatabilidad del ensilaje (Woolford, 1984; McDonald et al., 1991; van Os y Dulphy, 1996), especialmente en animales todavía no acostumbrados a su sabor (van Os et al., 1997). Más aún, el amoníaco generado por la proteolisis aumenta el poder tampón del forraje ensilado, lo cual se opone a toda tendencia para un descenso rápido del pH del ensilaje. Un atributo particular de las enterobacterias es su habilidad, en el proceso de ensilaje, para reducir el nitrato (NO3) a nitrito (NO2). Las enterobacterias en el ensilaje pueden luego degradar el nitrito en amoníaco y óxido de nitrógeno (N2O), pero este también puede ser transformado en monóxido de nitrógeno (NO) y nitrato (Spoelstra, 1985, 1987). En presencia de aire, el NO es oxidado produciendo una mezcla de gases, óxidos amarillo-marrones de nitrógeno (NO2, N2O3, N2O4). Los gases de NO y NO2 dañan el tejido pulmonar y pueden causar enfermedades con síntomas parecidos a la neumonía, conocida como enfermedad del ensilaje (Woolford, 1984). Para evitar el contacto de los animales con estos gases de nitrógeno se recomienda que no sean estabulados cerca de los silos cuando se llena el silo o durante su primera semana de almacenaje (O'Kiely et al., 1999). A pesar de estos problemas, se considera útil que ocurra una leve reducción de nitritos, ya que los nitritos y el NO que se generan son inhibidores muy potentes de los clostridios y mejoran la calidad del ensilaje (Woods et al., 1981; Spoelstra, 1985).
Las enterobacterias no proliferan en ambientes con valores bajos de pH. Las técnicas de ensilaje que aseguren un rápido y significativo descenso del pH en el ensilaje, provocarán una inhibición del desarrollo de las enterobacterias (McDonald et al., 1991).
Clostridios
Los clostridios son bacterias anaeróbicas que forman endosporas. Muchas de ellas pueden fermentar tanto carbohidratos como proteínas, por lo cual disminuyen el valor nutritivo del ensilaje y al igual que las endobacterias crean problemas al producir aminas biogénicas. Además, la presencia de clostridios en el ensilaje altera la calidad de la leche ya que sus esporas sobreviven después de transitar por el tracto digestivo y se encuentran en las heces; esto puede resultar en la contaminación de la leche, ya sea directamente o por ubres mal aseadas. La especie de mayor importancia en las lecherías es Clostridium tyrobutyricum, un organismo ácido tolerante. Además de poder fermentar carbohidratos, C. tyrobutyricum también puede degradar el ácido láctico en ácido butírico, H2 y CO2, según la reacción siguiente:
2 ácido láctico Þ 1 ácido butírico + 2 H2 + 2 CO2
La fermentación butírica no sólo interfiere con la fermentación láctica del ensilaje y de los quesos, sino que también es responsable de una abundante producción de gas, lo que causa en los quesos duros y semiduros el defecto conocido como "soplado tardío", común en quesos Emmental, Grana, Gouda y Parmesano (Gibson, 1965; Goudkov y Sharpe, 1965; Klijn et al., 1995).
Serios problemas de salud pueden ser causados por ciertos tipos de clostridios.Una especie extremadamente tóxica es Clostridium botulinum que provoca el botulismo, y puede ser fatal para el ganado bovino. Afortunadamente, C. botulinum tiene una baja tolerancia a medios ácidos y por ello no se desarrolla en ensilajes bien fermentados. El botulismo en los animales es causado por ingestión de ensilaje contaminado con C. botulinum y corresponde casi siempre a la descomposición de un cadáver (p. ej.: ratón, pájaro) dentro del ensilaje (Kehler y Scholz, 1996).
Un "ensilaje clostridial" típico muestra un alto contenido de ácido butírico (más de 5 g/kg de MS), un pH alto (>5 en ensilajes con bajo contenido de MS), y alto contenido tanto de amoníaco como de aminas (Voss, 1966; McPherson y Violante, 1966). Las técnicas de ensilaje que permiten una caída rápida y significativa del pH evitarán el problema, puesto que tanto el desarrollo de enterobacterias como de clostridios se inhibe con valores bajos de pH. Por otro lado, los clostridios muestran mayor susceptibilidad a la falta de humedad (o sea, bajo valor aw, baja actividad acuosa) que los integrantes del BAC (Kleter et al., 1982, 1984; Huchet et al., 1995). Por ello, toda medida tomada para disminuir el valor aw de un forraje, como inducir su marchitez y por ende aumentar el valor del contenido de MS, permite la inhibición selectiva de clostridios (Wieringa, 1958). Por último, los nitritos y el NO u otros compuestos que puedan ser degradados en el ensilaje para producirlos, también inhibirán el desarrollo de los clostridios (Spoelstra, 1983, 1985).
Bacterias productoras de ácido acético
Estas bacterias son ácido tolerantes y aeróbicas obligatorias. Hasta la fecha, todas estas bacterias aisladas de muestras de ensilaje pertenecen al género Acetobacter (Spoelstra et al., 1988). La actividad de Acetobacter spp. en el ensilaje es perniciosa porque puede iniciar una deterioración aeróbica, ya que puede oxidar el lactato y el acetato produciendo CO2 y agua. Generalmente, las responsables principales del inicio del deterioro aeróbico son levaduras; las bacterias acéticas se encuentran ausentes o juegan un papel poco importante en este problema. No obstante, existe evidencia que estas bacterias pueden iniciar un deterioro aeróbico en el ensilaje de maíz cuando incluye toda la planta, grano y forraje (Spoelstra et al., 1988). Por otro lado, la inhibición selectiva de las levaduras también puede aumentar la proliferación de bacterias que producen ácido acético en el ensilaje (Driehuis y van Wikselaar, 1996).
Bacilos
Los bacilos se asemejan a los clostridios: son bacterias de forma cilíndrica que forman esporas. Sin embargo, se los puede distinguir fácilmente ya que son aeróbicos facultativos, mientras que los clostridios son todos anaeróbicos obligatorios (Claus y Berkeley, 1986; Cato et al., 1986). Los bacilos aeróbicos facultativos fermentan un amplio rango de carbohidratos generando compuestos tales como ácidos orgánicos (p. ej.: acetatos, lactatos y butiratos) o etanol, 2,3-butanodiol y glicerol (Claus y Berkely, 1986). Algunos Bacillus spp. son capaces de producir substancias fungicidas, y se los ha usado para inhibir el proceso de deterioro aeróbico en ensilajes (Phillip y Fellner, 1992; Moran et al., 1993). Con la excepción de estas estirpes, el desarrollo de los bacilos en el ensilaje es en general considerado como indeseable. Esto se debe a que los bacilos no sólo son menos eficaces como productores de ácido láctico y acético comparado con el grupo BAC (McDonald et al., 1991), si no que en las etapas finales, incrementan la deterioración aeróbica (Lindgren et al. 1985; Vreman et al.,en imprenta). Además, un alto número de esporas de Bacillus en leche fresca ha sido asociado con un alto número de esporas en heces frescas de vaca (Waes, 1987; te Giffel et al., 1995). Parece muy posible que, tal como ocurre en el caso de esporas de los clostridios, las esporas de Bacillus sean transferidas del ensilaje a la leche vía las heces (Vreman et al., en imprenta). Las esporas psicrotróficas de Bacillus cereus son consideradas como los organismos más importantes del deterioro de la leche pasteurizada (te Giffel, 1997). Altas concentraciones de esporas psicrotróficas de B. cereus han sido detectadas en ensilajes (Labots et al., 1965; te Giffel et al., 1995).
Para disminuir el desarrollo de Bacillus en el ensilaje, la temperatura de almacenaje no debería ser muy alta (Gibson et al. 1958) y se deberá minimizar el ingreso de aire (Vreman et al., en imprenta). Además se debe reducir toda contaminación inicial del ensilaje con tierra o estiércol (McDonald et al., 1991; Rammer et al. 1994).
Mohos
Los mohos son organismos eucarióticos. Es fácil identificar un ensilaje infestado por mohos debido a los filamentos de diversos colores y de gran tamaño que producen muchas especies. Los mohos se desarrollan en cualquier sitio del ensilaje donde encuentren oxígeno, inclusive solo trazas. En un buen ensilaje eso ocurre sólo al inicio del almacenamiento y se restringe a la capa exterior de la masa ensilada, pero durante el deterioro aeróbico (Fase 4) todo el ensilaje puede ser invadido por mohos. Las especies que se han identificado más frecuentemente en el ensilaje pertenecen a los géneros Penicillium, Fusarium, Aspergillus, Mucor, Byssochlamys, Absidia, Arthrinium, Geotrichum, Monascus, Scopulariopsis y Trichoderma (Pelhate, 1977; Woolford, 1984; Frevel et al., 1985; Jonsson et al., 1990; Nout et al., 1993). Los mohos no sólo disminuyen el valor nutritivo y la palatabilidad del ensilaje sino que también son un riesgo para la salud de los animales y las personas. Las esporas de mohos pueden asociarse a ciertas afecciones pulmonares y reacciones alérgicas (May, 1993). Otros problemas de salud asociados con los mohos se relacionan con las micotoxinas (Oldenburg, 1991; Auerbach, 1996). Dependiendo del tipo y la cantidad de toxina presente en el ensilaje, los problemas de salud pueden variar desde ligeras molestias digestivas, pequeños problemas de fertilidad y una disminución de las defensas naturales, hasta daños serios al hígado o a los riñones y abortos (Scudamore y Livesey, 1998). Algunas especies de hongos que producen micotoxinas son: Aspergillus fumigatus, Penicillium roqueforti, y Byssochlamys nivea. P. roqueforti es una especie ácido tolerante que puede desarrollarse aún en ambientes con muy poco oxígeno y alta concentración de CO2 y ha sido detectada como una especie predominante en diversos tipos de ensilajes (Lacey, 1989; Nout et al., 1993; Auerbach et al., 1998; Auerbach, 1996). Todavía existen muchas dudas sobre cuales son las condiciones bajo las que se producen las micotoxinas en el ensilaje. No todos los ensilajes fuertemente infestados por mohos tienen forzosamente una gran cantidad de micotoxinas, y no todos los tipos de micotoxinas que pueden producir los mohos se encuentran necesariamente en un ensilaje infestado (Nout et al., 1993; Auerbach, 1996). Está confirmado que la aflatoxina B1, una micotoxina de Aspergillus flavus, puede ser transferida del ensilaje a la leche. A pesar de esto, no se sabe si esto mismo puede ocurrir con micotoxinas de P. roqueforti o A. fumigatus (Scudamore y Livesey, 1998).
Las técnicas de ensilaje que minimizan el ingreso de aire (p. ej. buena compactación y cierre hermético del ensilaje), y la inclusión de aditivos que inhiben el deterioro aeróbico, podrán prevenir o limitar el desarrollo de mohos.
Listeria
Los integrantes del género Listeria son organismos aeróbicos o anaeróbicos. Con relación a los efectos negativos sobre la calidad del ensilaje, la más importante especie es el L. monocytogenes, anaeróbico facultativo, que es una especie patogénica para varios animales y para el hombre. Los animales que tienen su sistema inmune temporalmente inhibido (p. ej. hembras preñadas y neonatos) son muy susceptibles a infecciones de L. monocytogenes (Jones y Seeliger, 1992). El ensilaje contaminado con L. monocytogenes ha sido asociado con casos fatales de listeriosis en ovejas y cabras (Vázquez-Boland et al., 1992; Wiedmann et al., 1994). Además, Sanaa et al. (1993) han señalado que el uso de ensilaje de mala calidad ha sido una de las fuentes principales de contaminación de la leche cruda con L. monocytogenes. El desarrollo y supervivencia de Listeria spp. en el ensilaje están determinados por fallas en asegurar un ambiente anaeróbico, y por el valor pH del ensilaje. L. monocytogenes puede tolerar bajos niveles de pH entre 3,8 a 4,2 por largos períodos siempre que exista oxigeno, aún a exiguas concentraciones. Sin embargo, en un ámbito estrictamente anaeróbico, perece rápidamente al existir un valor de pH bajo (Donald et al., 1995). Los ensilajes con mayor susceptibilidad al deterioro aeróbico superficial, como es el caso de ensilajes en grandes pacas, parecen estar particularmente propensos a la contaminación con Listeria (Fenlon et al., 1989). Generalmente L. monocytogenes no se desarrolla en ensilajes bien fermentados que tienen un nivel bajo de pH. Hasta el momento, el mejor método para prevenir el desarrollo de L. monocytogenes es mantener un ámbito anaeróbico (McDonald et al., 1991).
USO DE ADITIVOS EN EL ENSILAJE
A partir de la década de 1990, el uso de aditivos para mejorar las condiciones del proceso de ensilaje comenzó hacerse muy común. Existe un amplio rango donde escoger substancias como aditivos y actualmente se dispone de un gran número de aditivos químicos y biológicos comerciales adecuados para el ensilaje. El Programa UKASTA para Certificación de Forrajes del Reino Unido presenta una lista incluyendo más de 80 productos (Rider, 1997). Afortunadamente, es relativamente simple elegir el aditivo apropiado puesto que el modo de actuar de la mayoría de está comprendido en pocas categorías (Cuadro 1).
Entre aditivos de la misma categoría se manifiestan diferencias tales como la efectividad general, la adecuación para determinado tipo de forraje, y la facilidad para su manejo y aplicación. Estos factores, junto al precio y la disponibilidad, determinan cual es el aditivo más conveniente para un ensilaje específico. Un problema práctico que presentan algunos aditivos es su naturaleza corrosiva que puede dañar equipos y constituir un riesgo para su manipulación. Los aditivos biológicos no son corrosivos y no hay peligro en su manipulación, pero suelen ser caros. Además su eficacia es menor puesto que depende del estado de actividad de organismos vivos. La calidad del almacenaje de los aditivos biológicos por parte de fabricantes, vendedores y el propio agricultor es por ello un elemento fundamental. Pese a estas exigencias, tanto en Europa como en los E.U. de América, los inoculantes con bacterias se han convertido en el tipo más frecuente de aditivo empleado en ensilajes de maíz, gramíneas y leguminosas que puedan secarse a una marchitez mayor a 300 g MS/kg (Bolsen y Heidker, 1985; Pahlow y Honig, 1986; Bolsen et al., 1995; Kung, 1996; Weinberg y Muck, 1996). En Holanda, el uso de inoculantes con bacterias ha aumentado, porcentualmente y en términos absolutos, entre 1995 y 1998; en 1998, 13,7 por ciento de todo el ensilaje de gramíneas se ensilaba con algún aditivo, entre los cuales el 31 por ciento usaba este tipo de inoculantes, 37 por ciento usaban melaza y 29 por ciento usaban inhibidores de la fermentación (Hogenkamp, 1999).
Cuadro 1. Categorías de aditivos para el ensilaje (adaptado de McDonald et al., 1991)
Tipo de aditivo |
Ingrediente activo típico |
Comentarios |
Estimulantes de fermentación |
BAC |
Puede afectar la estabilidad aeróbica |
Azúcares (melaza) |
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|
Enzimas |
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Inhibidores de fermentación |
Acido fórmico* |
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Acido láctico* |
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Acidos minerales |
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Nitritos |
Inhibición de clostridios |
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Sulfitos |
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Cloruro de sodio |
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Inhibidores de deterioro aeróbico |
BAC |
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Acido propiónico* |
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Acido benzoico* |
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Acido sórbico* |
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Nutrientes |
Urea |
Puede mejorar estabilidad aeróbica |
Amoníaco |
Puede mejorar estabilidad aeróbica |
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Minerales |
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Absorbentes |
Pulpa seca de remolacha azucarera |
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Paja |
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*o su sal correspondiente
Aditivos para mejorar la fermentación del ensilaje
La aplicación de técnicas apropiadas durante la cosecha y el ensilado no son suficientes para impedir que la fermentación inicial del ensilaje (Fase 2) se realice en forma inadecuada. Esto puede ocurrir por una presencia escasa de microorganismos BAC apropiados o por una baja concentración de carbohidratos hidrosolubles (CHS), o ambos.
La cantidad de carbohidratos hidrosolubles que se precisa para inducir una buena fermentación depende del contenido de materia seca y de la capacidad tampón del forraje. Weissbach y Honig (1996) ilustran la relación entre estos factores, como sigue:
CF = MS (%) + 8 CHS/CT
Donde:
CF = coeficiente de fermentación
MS = contenido de materia seca
CHS = carbohidratos hidrosolubles
CT = capacidad tampón.
Los forrajes que contienen cantidades insuficientes de sustrato para fermentar o un bajo contenido de materia seca arrojan un valor CF<35. En tales condiciones, para inducir una buena fermentación es preciso aumentar el contenido de azúcares, ya sea agregándolos directamente (p. ej. usando melaza) o introduciendo enzimas que puedan liberar otro tipo de azúcares presentes en el forraje. Los forrajes con valores de CF de 35 o más, tienen suficiente substrato disponible para una buena fermentación. Sin embargo, agregando ciertos BAC se puede acelerar y mejorar el proceso del ensilaje. En casos de ensilajes con alto contenido de materia seca y poca disponibilidad de agua, la presencia de un BAC que sea tolerante a la presión osmótica pasa a ser el factor crítico para una buena fermentación. Debe recordarse que este tipo de bacteria representa una porción muy pequeña de la microflora natural de los cultivos forrajeros (Pahlow y Weissbach, 1996). Los forrajes que contengan más de 50 por ciento de materia seca se consideran muy difíciles de ensilar (Staudacher et al., 1999).
La fórmula de Weissbach y Honig (1996) no debe aplicarse a cultivos con una baja concentración de nitritos, como es el caso de gramíneas y cereales inmaduros cuando se cosecha la planta entera, porque estos cultivos son más propensos a fermentaciones de clostridios que otros cultivos que tienen un contenido moderado de nitratos (Spoelstra, 1983, 1985). Puede ser útil usar inoculantes que incrementen la fermentación láctica para inhibir la actividad de costridios. La menor concentración de BAC que se precisa para inhibir la actividad de clostridios es, como mínimo, 100 000 unidades formadoras de colonias por gramo de forraje fresco (Weissbach y Honig, 1996; Kaiser y Weiss, 1997).
Aditivos para inhibir la fermentación del ensilaje
Este tipo de aditivos podrían, en teoría, usarse para todo tipo de forraje. Pero, en la práctica se usan generalmente sólo para cultivos con bajo contenido de carbohidratos hidrosolubles (CHS) y/o alta capacidad tampón (McDonald et al., 1991). En Holanda, los inhibidores más difundidos son diversas sales (Hogenkamp, 1999). Una ventaja del uso de estas sales es la mayor facilidad y seguridad en su manipulación comparadas con los correspondientes ácidos.
Los aditivos que inhiben la fermentación en el ensilaje pueden reducir la cantidad de esporas de clostridios. Empleados en ensilaje de forraje marchito de gramíneas, se ha constatado una disminución de esporas de cinco a 20 veces. Resultados similares pueden lograrse también al agregar melaza, como un estimulante de la fermentación. Los aditivos más efectivos para inhibir el desarrollo de clostridios parecen ser aquellos relacionados con el ácido fórmico, el hexametileno y los nitritos (Hengeveld, 1983; Corporaal et al., 1989; van Schooten et al., 1989; Jonsson et al., 1990; Lattemae y Lingvall, 1996).
Aditivos que inhiben el proceso de deterioro aeróbico
Es obvio que para impedir el deterioro aeróbico será preciso inhibir la actividad y desarrollo de los organismos responsables de este deterioro, y muy especialmente de aquellos que dan comienzo a este proceso (p. ej. levaduras y bacterias que generan una fermentación acética). Algunos aditivos útiles para este propósito incluyen varios ácidos grasos volátiles, como el propiónico y el acético, y otros de tipo biológico, provenientes de microorganismos como lactobacilos y bacilos que son capaces de producir bacteriocinas (Woolford, 1975a; McDonald et al., 1991; Phillip y Fellner, 1992; Moran et al., 1993; Weinberg y Muck, 1996).
Los ácidos sórbico y benzoico también muestran una fuerte actividad antibiótica (Woolford, 1975b; McDonald et al., 1991). Recientemente se ha descubierto que Lactobacillus buchneri es un inhibidor muy eficaz del proceso de deterioro aeróbico. Esto parece explicarse principalmente por la capacidad de L. buchneri para degradar, bajo condiciones anaeróbicas, el ácido láctico en ácido acético y 1,2-propanodiol, lo cual causa a su vez una disminución muy significativa del número de levaduras presentes (Driehuis et al., 1997, 1999; Oude Elferink et al., 1999). Este resultado concuerda con el hecho que los ácidos grasos volátiles, como propiónico y acético, son mejores inhibidores de levaduras que el ácido láctico, y que mezclas de ácidos láctico y propiónico o acético muestran efectos sinérgicos en su poder inhibidor (Moon, 1983). Los resultados de Moon (1983) también explican porque en muchos casos, los inoculantes biológicos que promueven la fermentación láctica homofermentativa no mejoran la estabilidad aeróbica, y pueden incluso disminuirla (Weinberg y Muck, 1996; Oude Elferink et al., 1997).
La inoculación de bacterias que producen propionatos no parece ser apropiado para mejorar la estabilidad aeróbica del ensilaje. Esto se debe al hecho que este tipo de bacterias sólo puede proliferar y producir propionato siempre que el nivel del pH en el ensilaje permanezca relativamente alto (Weinberg y Muck, 1996).
Aditivos usados como nutrientes o como absorbentes
Ciertos cultivos muestran deficiencias en algunos componentes nutritivos esenciales para una buena dieta para rumiantes. Al suplir los elementos deficitarios con un aditivo en el momento de ensilar se mejora el valor nutritivo del forraje. Los aditivos empleados con este propósito incluyen el amoníaco y la urea que permiten aumentar el contenido en proteína, bruta y verdadera, del ensilaje, y la cal y el MgSO4 que aumentan el contenido de calcio y magnesio. Si bien estos últimos aditivos no tienen efecto benéfico alguno en la fermentación, la urea y el amoníaco pueden mejorar la estabilidad aeróbica del ensilaje (Glewen y Young, 1982; McDonald et al., 1991).
Los absorbentes son empleados para forrajes con bajo contenido en materia seca para evitar pérdidas de nutrientes provocadas por un escurrimiento excesivo del ensilaje. La pulpa seca de remolacha azucarera y la pulpa de cítricos han dado buenos resultados. El uso de paja también es útil pero tiene el efecto negativo se bajar el tenor nutritivo del ensilaje (McDonald et al., 1991).
Combinaciones de aditivos
La mayoría de los aditivos comerciales contienen más de un ingrediente activo con lo cual se logra incrementar la eficacia y abarcar un rango más amplio de funciones. Algunas combinaciones muy usadas incluyen inoculantes que estimulan la fermentación láctica homofermentativa junto con enzimas que permiten liberar ciertos azúcares, o combinaciones que permiten la fermentación y deterioro de substancias inhibidoras como el ácido fórmico, sulfitos y ácido propiónico (Rider, 1997, Anón., 1999). Actualmente se trabaja en la obtención de nuevos aditivos que disminuyen el efecto negativo de la fermentación láctica homofermentativa sobre la estabilidad aeróbica. Ya se han obtenido resultados promisorios que combinan productos homofermentativos y heterofermentativos facultativos del grupo BAC con reactivos como el amoníaco y el benzoato de sodio (Kalzendorf, 1992; Bader, 1997), o combinando BAC heterofermentativos facultativos con L. buchneri heterofermentativo obligatorio.
LA FERMENTACION DE ENSILAJES TROPICALES
El ensilado de cultivos forrajeros o de subproductos industriales podría aportar una importante contribución para optimizar el funcionamiento de los sistemas de producción animal en zonas tropicales y subtropicales, pero su empleo es todavía muy escaso (Wilkins et al., 1999). Si bien esto se debe en parte a los bajos precios de los productos ganaderos, al poco uso de la mecanización y al alto costo de los materiales para el sellado del silo, también se debe a la falta de experiencia práctica en la técnica del ensilaje. Se necesitan además más investigaciones para dilucidar ciertos temas específicos del ensilaje en zona tropical. Uno de estos temas se refiere al hecho que las gramíneas y las leguminosas tropicales tienen una alta concentración relativa de componentes de la pared celular y un menor contenido de carbohidratos disponibles para la fermentación, comparados con cultivos forrajeros de zonas templadas (Catchpoole y Henzell, 1971; Jarrige et al., 1982). Además, la temperatura del ambiente durante el período de almacenaje en la zona tropical es mayor que aquella de climas templados, lo cual proporciona una gran ventaja a los bacilos sobre el grupo BAC (Gibson et al., 1958). Por otro lado debe considerase que algunos materiales empleados para sellar los silos se rompen al no soportar la fuerte radiación solar del trópico, lo que puede contribuir a dañar la estabilidad aeróbica del ensilaje. A pesar de todas las dificultades, es altamente probable que las técnicas de ensilaje empleadas en zonas templadas puedan servir para adaptar y desarrollar variantes apropiadas para las condiciones tropicales.
REFERENCIAS
Anon. 1999. Grunfutter- und Feuchtgetreidekonservierung. 5th ed. Arbeitsgemeinschaft der norddeutschen Landwirtschaftskammern, Oldenburg, Germany.
Ashbell, G., Pahlow, G., Dinter, B., & Weinberg, Z.G. 1987. Dynamics of orange peel fermentation during ensilage. J. Appl. Bacteriol., 63: 275-279.
Auerbach, H. 1996. Verfahrensgrundlagen zur Senkung des Risikos eines Befalls von Silagen mit Penicillium roqueforti und einer Kontamination mit Mykotoxinen dieses Schimmelpilzes. Landbauforschung Volkenrode, Sonderheft 168: 1-167.
Auerbach, H., Oldenburg, E., & Weissbach, F. 1998. Incidence of Penicillium roqueforti and roquefortin C in silages. J. Sci. Food Agr., 76: 565-572.
Bader, S. 1997. Möglichkeiten zur Steuerung des Garungsverlaufes bei der Grunfuttersilierung durch kombinierte Anwendung biologischer und chemischer Zusatze. Landbauforschung Volkenrode, Sonderheft 176: 1-110.
Balows, A., Truper, H.G., Dworkin, M., Harder, W., & Schleifer, K.-H. (eds) 1992. The Prokaryotes. 2nd ed. New York, NY: Springer Verlag.
Bolsen, K.K., Ashbell, G., & Wilkinson, J.M. 1995. Silage additives. p. 33-54, in: R.J. Wallace & A. Chesson (eds) Biotechnology in animal feeds and animal feeding. Weinheim, Germany: VCH Verlagsgesellschaft.
Bolsen, K.K., & Heidker, J.L. 1985. Silage Additives USA. Canterbury, UK: Chalcombe Publications.
Catchpoole, V.R., & Henzell, E.F. 1971. Silage and silage making from tropical herbage species. Herb. Abstr., 41: 213-221.
Cato, E.P., George, W.L., & Finegold, S.M. 1986. The Genus Clostridium. p. 1141-1200, in: Sneath et al., 1986, q.v.
Claus, D., & Berkeley, R.C.W. 1986. The Genus Bacillus. p. 1105-1139, in: Sneath, et al., 1986, q.v.
Corporaal, J., van Schooten, H.A., & Spoelstra, S.F. 1989. Invloed van toevoegmiddelen op de kwaliteit van slecht voorgedroogd kuilvoer. Proefstation voor de Rundveehouderij, schapenhouderij en paardenhouderij, Lelystad, The Netherlands. PR Rapport, No.119.
Devriese, L.A., Collins, M.D., & Wirth, R. 1992. The Genus Enterococcus. p. 1465-1481, in: Balows et al., 1992, q.v.
Donald, A.S., Fenlon, D.R., & Seddon, B. 1995. The relationships between ecophysiology, indigenous microflora and growth of Listeria monocytogenes in grass silage. J. Appl. Bacteriol., 79: 141-148.
Driehuis, F., Oude Elferink, S.J.W.H., & Spoelstra, S.F. 1997. Inoculation of silage with a strain of Lactobacillus buchneri inhibits yeast growth and improves aerobic stability. Abstract 3.18. In: Workshop Proc. Lactic 97. Caen, France, 10-12 September 1997.
Driehuis, F., Oude Elferink, S.J.W.H., & Spoelstra, S.F. 1999. Anaerobic lactic acid degradation in maize silage inoculated with Lactobacillus buchneri inhibits yeast growth and improves aerobic stability. J. Appl. Microbiol., 87: 583-594.
Driehuis, F., & van Wikselaar, P.G. 1996. Effects of addition of formic, acetic or propionic acid to maize silage and low dry matter grass silage on the microbial flora and aerobic stability. p. 256-257, in: Jones et al., 1996, q.v.
Fenlon, D.R., Wilson, J., & Weddell, J.R. 1989. The relationship between spoilage and Listeria monocytogenes contamination in bagged and wrapped big bale silage. Grass For. Sci., 44: 97-100.
Frevel, H.-J., Engel, G., & Teuber, M. 1985. Schimmelpilze in Silage und Rohmilch. Milchwissenschaft, 40: 129-132.
Gibson, J. 1965. Clostridia in silage. J. Appl. Bacteriol., 28: 56-62.
Gibson, T., Stirling, A.C., Keddie, R.M., & Rosenberger, R.F. 1958. Bacteriological changes in silage made at controlled temperatures. J. Gen. Microbiol., 19: 112-129.
Glewen, M.J., & Young, A.W. 1982. Effect of ammoniation on the re-fermentation of corn silage. J. Anim. Sci., 54: 713-718.
Goudkov, A.V., & Sharpe, M.E. 1965. Clostridia in dairying. J. Appl. Bacteriol., 28: 63-73.
Hammes, W.P., Weiss, N., & Holzapfel, W. 1992. The Genera Lactobacillus and Carnobacterium, p. 1535-1594, in: Balows et al., 1992, q.v.
Henderson, A.R., McDonald, P., & Woolford, M.K. 1972. Chemical changes and losses during the ensilage of wilted grass treated with formic acid. J. Sci. Food. Agr., 23: 1079-1087.
Hengeveld, A.G. 1983. Sporen van boterzuurbacteriën in kuilvoer. Proefstation voor de Rundveehouderij, schapenhouderij en paardenhouderij, Lelystad, The Netherlands. PR Report No.88.
Holzapfel, W.H., & Schillinger, U. 1992. The Genus Leuconostoc. p. 1508-1534, in: Balows et al., 1992, q.v.
Honig, H., & Woolford, M K. 1980. Changes in silage on exposure to air. p. 76-87, in: C. Thomas (ed) Forage Conservation in the 80s. BGS Occasional Symposium, No.11. Hurley, UK: British Grassland Society.
Hogenkamp, W. 1999. Koeien smullen van kuilgras met bacteriemengsels. Boerderij-Veehouderij, 84: 32-33.
Huchet, V., Thuault, D., & Bourgeois, C.M. 1995. Modelisation des effets du pH, de l'acide lactique, du glycerol et du NaCl sur la croissance des cellules vegetatives de Clostridium tyrobutyricum en milieu de culture. Lait, 75: 585-593.
Jambor, V., Klapil, L., Chromec, P., & Prochazka, P. (eds) Proc. 8th Int. Symposium Forage Conservation. Brno, Czech Republic, 29 September - 1 October 1997. Pohorelice, Czech Republic: Research Institute of Animal Nutrition.
Jarrige, R., Demarquilly, C., & Dulphy, J.P. 1982. Forage Conservation. p. 363-387, in: J.B. Hacker (ed) Nutritional limits to animal production from pastures. Farnham Royal, UK: Commonwealth Agricultural Bureaux.
Jones, D., & Seeliger, H.P.R. 1992. The genus Listeria. p. 1595-1616, in: Balows et al., 1992, q.v.
Jones, D.I.H., Jones, R., Dewhurst, R., Merry, R., & Haigh, P.M. (eds) 1996. Proc. 11th Int. Silage Conf. IGER, Aberystwyth, UK, 8-11 September 1996.
Jonsson, A., Lindberg, H., Sundas, S., Lingvall, P., & Lindgren, S. 1990. Effect of additives on quality of big-bale silage. Anim. Feed Sci. Technol., 31: 139-155.
Jonsson, A., & Pahlow, G. 1984. Systematic classification and biochemical characterization of yeasts growing in grass silage inoculated with Lactobacillus cultures. Anim. Res. Develop., 20: 7-22.
Kaiser, E., & Weiss, K. 1997. Fermentation process during the ensiling of green forage low in nitrate. 2. Fermentation process after supplementation of nitrate, nitrite, lactic-acid bacteria and formic acid. Arch. Anim. Nutr., 50: 187-200.
Kalzendorf, C. 1992. Über die Möglichkeiten einer kombinierten Anwendung von Milchsaurebakterien und Natriumformiat als Silierzusatz. PhD Diss. Humboldt University of Berlin, Germany.
Kehler, W., & Scholz, H. 1996. Botulismus des Rindes. Übersichten zur Tierernährung, 24: 83-91.
Kleter, G., Lammers, W.L., & Vos, A.E. 1982. The influence of pH and concentration of lactic acid and NaCl on the growth of Clostridium tyrobutyricum in whey and cheese 1. Experiments in whey. Neth. Milk Dairy J., 36: 79-87.
Kleter, G., Lammers, W.L., & Vos, A.E. 1984. The influence of pH and concentration of lactic acid and NaCl on the growth of Clostridium tyrobutyricum in whey and cheese 2. Experiments in cheese. Neth. Milk Dairy J., 38: 31-41.
Klijn, N., Nieuwenhof, F.F.J., Hoolwerf, J.D., van der Waals, C.B., & Weerkamp, A.H. 1995. Identification of Clostridium tyrobutyricum as the causative agent of late blowing in cheese by species-specific PCR amplification. Appl. Environ. Microbiol., 61: 2919-2924.
Kung, L., Jr. 1996. Use of additives in silage fermentation. p. 37-42, in: Direct-fed Microbial, Enzyme and Forage Additive Compendium. Minnetonka, MN: Miller Publishing.
Labots, H., Hup, G., & Galesloot, Th.E. 1965. Bacillus cereus in raw and pasteurized milk. III. The contamination of raw milk with B. cereus spores during its production. Neth. Milk Dairy J., 19: 191-221.
Lacey, J. 1989. Pre- and post-harvest ecology of fungi causing spoilage of foods and other stored products. J. Appl. Bacteriol., 67(Suppl.): 11S-25S.
Lattemae, P., & Lingvall, P. 1996. Effect of hexamine and sodium nitrite in combination with sodium benzoate and sodium propionate on fermentation and storage stability of wilted and long cut grass silage. Swed. J. Agr. Res., 26: 135-146.
Lindgren, S., Petterson, K., Kaspersson, A., Jonsson, A., & Lingvall, P. 1985. Microbial dynamics during aerobic deterioration of silages. J. Sci. Food Agr., 36: 765-774.
May, J.J. 1993. Respiratory problems associated with work in silos. p. 283-290, in: Proc. NRAES National Silage Production Conference. Syracuse, USA, 23-28 February 1993.
McDonald, P., Henderson, A.R., & Heron, S.J.E. 1991. The Biochemistry of Silage. 2nd ed. Marlow, UK: Chalcombe Publications.
McPherson, H.T., & Violante, P. 1966. Ornithine, putrescine and cadaverine in farm silages. J. Sci. Food Agr., 17: 124-127.
Merry, R.J., Lowes, K.F., & Winters, A. 1997. Current and future approaches to biocontrol in silage. p. 17-27, in: Jambor et al., 1997, q.v.
Middelhoven, W.J., & van Baalen, A.H.M. 1988. Development of the yeast flora of whole-crop maize during ensiling and subsequent aerobiosis. J. Sci. Food Agr., 42: 199-207.
Moon, N.J. 1983. Inhibition of the growth of acid-tolerant yeasts by acetate, lactate and propionate and their synergistic mixtures. J. Appl. Bacteriol., 55: 454-460.
Moran, J.P., Pullar, D., & Owen, T.R. 1993. The development of a novel bacterial inoculant to reduce mould spoilage and improve the silage fermentation in big bale silage. p. 85-86, in: P. O'Kiely, M. O'Connell & J. Murphy (eds) Silage Research 1993, Proc. 10th Int. Conf. Silage Res. Dublin City University, Dublin, 6-8 September 1993.
Nout, M.J.R., Bouwmeester, H.M., Haaksma, J., & van Dijk, H. 1993. Fungal growth in silages of sugar beet press pulp and maize. J. Agr. Sci., 121: 323-326.
O'Kiely, P., Turley, T., & Rogers, P.A.M. 1999. Exposure of calves to nitrogen dioxide in silage gas. Vet. Rec., 144: 352-353.
Oldenberg, E. 1991. Mycotoxins in conserved forage. p. 191-205, in: Forage conservation towards 2000. Proc. European Grassland Federation Conference. Bundesforschungsanstalt für Landwirtschaft Braunschweig-Volkenrode. Landbauforschung Volkenrode Sonderheft, No.123.
Oude Elferink, S.J.W.H., Driehuis, F., & Spoelstra, S.F. 1997. Improving aerobic stability of maize silage with heterofermentative lactic acid bacteria as inoculants. p. 130-131, in: Jambor et al., 1997, q.v.
Oude Elferink, S.J.W.H., Driehuis, F., Krooneman, J., Gottschal, J.C., & Spoelstra, S.F. 1999. Lactobacillus buchneri can improve the aerobic stability of silage via a novel fermentation pathway, the anaerobic degradation of lactic acid to acetic acid and 1,2-propanediol. p. 266-267, in: Pauly, 1999, q.v.
Pahlow, G., & Honig, H. 1986. Wirkungsweise und Einsatzgrenzen von Silage-Impfkulturen aus Milchsaurebakterien. 1. Mitteilung. Das wirtschaftseigene Futter, 32: 20-35.
Pahlow, G., & Weissbach, F. 1996. Effect of numbers of epiphytic lactic acid bacteria (LAB) and of inoculation on the rate of pH-decline in direct cut and wilted grass silages. p. 104-105, in: Jones et al., 1996, q.v.
Pauly, T. (ed) 1999. Proc. 12th Int. Silage Conference. Swedish University of Agricultural Sciences, Uppsala, Sweden, 5-7 July 1999.
Pelhate, J. 1977. Maize silage: Incidence of moulds during conservation. Folia Veterinaria Latina, 7: 1-16.
Phillip, L.E., & Fellner, V. 1992. Effects of bacterial inoculation of high-moisture ear corn on its aerobic stability, digestion, and utilization for growth by beef steers. J. Anim. Sci., 70: 3178-3187.
Rammer, C., Ostling, C., Lingvall, P., & Lindgren, S. 1994. Ensiling of manured crops - Effects on fermentation. Grass For. Sci., 49: 343-351.
Randby, A.T., Selmer-Olsen, I., & Baevre, L. 1999. Effect of ethanol in feed on milk flavour and chemical composition. J. Dairy. Sci., 82: 420-428.
Rider, S. 1997. Forage additives. Farmers Weekly, 21 November 1997 (Suppl.): S1-S16.
Sanaa, M., Poutrel, B., Menard, J.L., & Serieys, F. 1993. Risk factors associated with contamination of raw milk by Listeria monocytogenes in dairy farms. J. Dairy Sci., 76: 2891-2898.
Schlegel, H.G. 1987. General Microbiology. 6th ed. Cambridge, UK: Cambridge University Press.
Schleifer, K.H., & Ludwig, W. 1995. Phylogenetic relationships of lactic acid bacteria. p. 7-18, in: B.J.B. Wood & W.H. Holzapfel (eds) The Genera of Lactic Acid Bacteria. London: Blackie Academic & Professional.
Scudamore, K.A., & Livesey, C.T. 1998. Occurrence and significance of mycotoxins in forage crops and silage: a review. J. Sci. Food Agr., 77: 1-7.
Sneath, P.H.A., Mair, N.S., Sharpe, M.E., & Holt, J.G. (eds) Bergey's Manual of Systematic Bacteriology. Baltimore, MD: Williams & Wilkins.
Spoelstra, S.F. 1983. Inhibition of clostridial growth by nitrate during the early phase of silage fermentation. J. Sci. Food Agr., 34: 145-152.
Spoelstra, S.F. 1985. Nitrate in silage. A review. Grass For. Sci., 40: 1-11.
Spoelstra, S.F. 1987. Degradation of nitrate by enterobacteria during silage fermentation of grass. Neth. J. Agr. Sci., 35: 43-54.
Spoelstra, S.F., Courtin, M.G., & van Beers, J.A.C. 1988. Acetic acid bacteria can initiate aerobic deterioration of whole crop maize silage. J. Agr. Sci. Camb., 111: 127-132.
Staudacher, W., Pahlow, G., & Honig, H. 1999. Certification of silage additives in Germany by DLG. p. 239-240, in: Pauly, 1999, q.v.
te Giffel, M.C. 1997. Isolation, identification and characterization of Bacillus cereus from the dairy environment. PhD Diss., Wageningen Agricultural University, The Netherlands.
te Giffel, M.C., Beumer, R.R., Slaghuis, B.A., & Rombouts, F.R. 1995. Occurrence and characterization of (psychrotrophic) Bacillus cereus on farms in the Netherlands. Neth. Milk Dairy J., 49: 125-138.
Teuber, M., Geis, A., & Neve, H. 1992. The Genus Lactococcus. p. 1482-1501, in: Balows et al., 1992, q.v.
van Os, M., & Dulphy, J.P. 1996. Voluntary intake and intake control of grass silage by ruminants. Reprod. Nutr. Develop., 36: 113-135.
van Os, M., van Vuuren, A.M., & Spoelstra, S.F. 1997. Mechanisms of adaptation in sheep to overcome silage intake depression induced by biogenic amines. Brit. J. Nutr., 77: 399-415.
van Schooten, H.A., Corporaal, J., & Spoelstra, S.F. 1989. Effect van verschillende oogstmachines en melasse op de kwaliteit van slecht voorgedroogd kuilvoer. Proefstation voor de Rundveehouderij, schapenhouderij en paardenhouderij, Lelystad, The Netherlands. PR rapport, No.118.
Vazquez-Boland, J.A., Dominguez, L., Blanco, M., Rocourt, J., Fernandez-Garayzabal, J.F., Gutierrez, C.B., Rascon, R.I., & Rodriguez-Ferri, E.F. 1992. Epidemiologic investigation of a silage-associated epizootic of ovine listeric encephalitis, using a new Listeria-selective enumeration medium and phage typing. Am. J. Vet. Res., 53: 368-371.
Vos, N. 1966. Über die Amin- und Ammoniakbildung im Garfutter. Das wirtschafteigene Futter, 12: 161-171.
Vreman, K., Spoelstra, S.F., & Oude Elferink, S.J.W.H. In press. Aerobic spores occur in vast quantities in silages from laboratory and farm silos. Das wirtschaftseigene Futter, in press.
Waes, G. 1987. Boterzuurbacteriën in melk en in kuilvoer. Landbouwkundig Tijdschrift, 40: 925-932.
Weinberg, Z.G., Pahlow, G., Dinter, B., & Ashbell, G. 1988. The effect of treatment with urea, sorbic acid or dehydration on orange peel silage. Anim. Feed Sci. Technol., 20: 335-342.
Weinberg, Z.G., & Muck, R.E. 1996. New trends and opportunities in the development and use of inoculants for silage. FEMS Microbiol. Rev., 19: 53-68.
Weiss, N. 1992. The Genera Pediococcus and Aerococcus. p. 1502-1507, In: Balows et al., 1992, q.v.
Weissbach, F., & Honig, H. 1996. Über die Vorhersage und Steuerung des Garungsverlaufs bei der Silierung von Grunfutter aus extensivem Anbau. Landbauforschung Volkenrode, 1: 10-17, Germany,
Wiedmann, M., Czajka, J., Bsat, N., Bodis, M., Smith, M.C., Divers, T.J., & Batt, C.A. 1994. Diagnosis and epidemiological association of Listeria monocytogenes strains in two outbreaks of listerial encephalitis in small ruminants. J. Clin. Microbiol., 32: 991-996.
Wieringa, G.W. 1958. The effect of wilting on butyric acid fermentation in silage. Neth. J. Agr. Sci., 6: 204-210.
Wilkins, R.J., Syrjälä-Qvist, L., & Bolsen, K.K. 1999. The future role of silage in sustainable animal production. p. 23-35, in: Pauly, 1999 q.v.
Wilkinson, J.M., Wadephul, F., & Hill, J. 1996. Silage in Europe: a survey of 33 countries. Welton, UK: Chalcombe Publications.
Woods, L.F.J., Wood, J.M., & Gibbs, P.A. 1981. The involvement of nitric oxide in the inhibition of the phosphoriclastic system in Clostridium sporogenes by sodium nitrite. J. Gen. Microbiol., 125: 339-406.
Woolford, M.K. 1975a. Microbiological screening of the straight chain fatty acids (C1-C12) as potential silage additives. J. Sci. Food Agr., 26: 219-228.
Woolford, M.K. 1975b. Microbiological screening of food preservatives, cold sterilants and specific antimicrobial agents as potential silage additives. J. Sci. Food Agr., 26: 229-237.
Woolford, M.K. 1984. The Silage Fermentation. [Microbiological Series, No.14] New York, NY, and Basle: Marcel Dekker.