4 MUESTREO DEL CICLO DE VIDA

Antes de discutir las diferentes metodologías para el muestreo, es necesario resumir los aspectos más relevantes del ciclo de vida de esta especie.

Después del apareamiento en aguas someras, las hembras de P. argus se desplazan varios kilómetros hacia el borde de los arrecifes o las plataformas costeras para incubar y/o liberar las larvas (Buesa, 1965). El desove principal es entre marzo-mayo (Cruz y León, 1991); después que las larvas eclosionan, pasan por 11 estadios larvales como filosoma en el océano durante 6-8 meses (Baisre, 1976; Alfonso et al., 1991; Cruz et al., 1991) y antes de la metamorfosis los últimos estadios migran hacia dentro. Los puérulos nadan activamente hacia la costa cada mes, pero con picos de asentamiento principalmente entre los meses de septiembre-diciembre (Cruz et al., 1991; Cruz et al., en prensa). El asentamiento en las aguas costeras ocurre en los clones de algas Laurencia spp.(Marx y Herrnkind, 1985; Herrnkind y Butler, 1986) y ocasionalmente en las raíces sumergidas del mangle (Witham, Ingle y Sims, 1964; Baisre, com. personal). Los puérulos se convierten en juveniles 10 meses después del asentamiento (17 meses de nacido) y estos permanecen en áreas someras (áreas de cría) entre 8 y 10 meses, se reclutan al área de pesca entre los meses de marzo-mayo con 25 meses de nacido y 76 mm Lc (Cruz, Brito, Díaz y Lalana, 1986b). En la plataforma cubana, los juveniles entran en la fase explotada de la población en el mes de junio (conclusión del período de veda) a los 2 años y 3 meses.

La madurez sexual se alcanza entre las tallas de 78-81 mm Lc (Cruz y León, 1991; Baisre y Cruz, 1994) y el apareamiento tiene lugar principalmente en febrero-marzo. En las hembras ovígeras la eclosión de los huevos ocurre en 3-4 semanas, principalmente entre abril-mayo. El número de huevos en los pleópodos presenta un rango entre 159000 y 1629000 y está relacionado con el largo del cefalotórax (mm) por la siguiente ecuación: F = 59110 Lc^2,9666 (Cruz y León, 1991).

La langosta presenta tres tipos de movimientos; los desplazamientos nocturnos o migraciones alimentarias, las migraciones propiamente dichas y los movimientos nomádicos. Los recorridos nocturnos son diarios, se realizan por individuos aislados y cubren cortas distancias hasta el seibadal más cercano, efectuando un recorrido irregular y sinuoso en busca de alimento. Las migraciones son movimientos estacionales, orientados y cubren generalmente grandes distancias. Las migraciones masivas otoñales o "recalos" ejercen una gran influencia en las capturas anuales de esta especie (Herrnkind, 1985; García et al., 1991). El nomadismo, es un movimiento al azar, individual, de carácter esporádico y sin un rumbo o dirección definida; este tipo de desplazamiento, en la fase adulta, se incrementa en las estaciones de primavera-verano (Cruz, Brito, Díaz y Lalana, 1986b).

4.1 MUESTREO DE LA FASE PUÉRULOS

Los caracteres morfológicos del estadio puérulos siguen el mismo patrón descrito por Lewis, Moore y Babis, (1952). Elevada transparencia, excepto los ojos que son pigmentados, desprovistos de espinas en el carapacho, manteniendo varios caracteres larvales como son: cuerpo deprimido, pleópodos muy desarrollados y carapacho poco calcificado y transparente (Fig. 3).

Fig. 2 Ciclo de vida de la langosta Panulirus argus, tomado de Cruz, León, Díaz, Brito, Puga, 1991

Fig. 3 Puérulos de langosta Panulirus argus

Los puérulos una vez que penetran a las áreas costeras se fijan a un sustrato, este es el estímulo que propicia los cambios morfológicos que culminarán en el primer estadio post-puérulos, que es fácil de distinguir por la configuración del área rostral (Phillips, 1972) y por las bandas oscuras que recorren ambos lados del cuerpo, en los pereiópodos son fragmentados. A partir de este momento adquiere un hábito de vida bentónico y no gregario, su talla media es de 7,27 mm Lc. En la Figura 4 se observa la coloración típica de esta fase de vida.

Fig. 4 Post-puérulos de langosta Panulirus argus.
En la foto se observa la coloración típica de esta fase de vida

El colector flotante (Fig. 5) para capturar las langostas, consiste en una estructura triangular y acanalada de aluminio que soporta 3 láminas de PVC, de 59*30*1 cm de ancho. Las láminas se retienen al marco con una tira plástica (venoclísis).

El colector posee un eje vertical que presenta dos boyas G-8 de PVC (con una flotabilidad de 4,1 kg cada una) en el interior, que sustentan al dispositivo en la superficie del agua. En la parte superior del colector se coloca una boya numerada que permite su localización.

El colector es retenido por: un grillete, un quitavueltas, un grillete unido a una cadena de hierro galvanizada (eslabón de 8 mm) y unido con un grillete a un peso muerto de hormigón (50 kg). El largo de la cadena es el doble de la profundidad.

Se colocan en cada lámina de PVC, 20 motas o borlas de fibra sintética no elaborada de Tanikalón (polypropylene fiber, Taniyama Chemical Industries Lts., Okayama, Japan) de 23 cm de largo. Cada borla está amarrada con alambre de acero inoxidable de 3,0 mm y a su vez cogida a la lámina de PVC con una tira plástica (venoclisis) con un doble nudo. Las láminas ya completas se hacen pasar por los canales de la estructura de aluminio y se aseguran con una venoclisis a la parte superior del colector. Los colectores después de sumergidos toman el aspecto de un conglomerado de algas a los pocos días.

Fig. 5 Diagrama del colector de Phillips, modificado por Cruz et al., 1991

Fig. 6 Equipo empleado para sacudir las láminas de PVC que libera a las langostas de las motas o borlas de fibra sintética. Denominado "equipo sacudidor"

Los colectores se ubican en los parches de arena de la barrera coralina donde la profundidad varía entre 1-3 m. Por su construcción, quedan dispuestos verticalmente y en la superficie, ya que se ha demostrado que los puérulos cuando penetran en las aguas costeras se fijan a objetos flotantes y a la vegetación que crece sobre las raíces del mangle rojo (Lewis, Moore y Babis, 1952; Witham, Ingle y Sims, 1964 y Sweat, 1968), debido a su capacidad natatoria durante la noche se sumergen entre los 2 cm (P. argus; Calinski y Lyons, 1983) y los 5 cm (P. cygnus; Phillips y Olsen, 1975) de agua, aunque estos dos últimos autores reportan que en condiciones de turbidez el puérulos puede nadar por debajo de los 20 cm.

Los colectores son chequeados después de cada período de luna nueva (Phillips, 1972; Phillips y Hall, 1978; Little, 1977; Mc Donald, 1986). Cada lámina se saca del marco sobre un tamiz (que impide la pérdida de animales), y son fuertemente sacudidos a través de un "equipo sacudidor" que libera las langostas. El dispositivo "sacudidor" es un marco de aluminio de 74*63*32 cm (Fig. 6 y 7) que sostiene a la lámina de PVC y una bandeja plástica colectora en la parte inferior. Dos técnicos sacuden la lámina un total de 30 veces (en series de 10), sí en el último intento no se observan langostas el proceso finaliza. Sí por el contrario, se observan langostas en la última sacudida los técnicos continúan el procedimiento hasta que no se observen ejemplares (Fig. 8 y 9).

Las langostas caen desde las borlas dentro de una bandeja plástica por debajo del marco (Fig. 10). Los animales son encontrados a lo largo de las borlas y también entrelazados en las fibras sintéticas muy cerca de la lámina de PVC (Phillips y Booth, 1994). El contenido de la bandeja es filtrada con el auxilio de un tamiz; la fauna asociada en las borlas de cada lámina es muy rica y diversa, por lo que la separación de los puérulos y post-puérulos del resto de los organismos debe ser muy minuciosa. Cada tres o cuatro meses las láminas viejas son remplazadas por nuevas y limpias.

Una vez que las langostas se extraen de los colectores se pueden apreciar diferentes estadios de desarrollo, estos son:

a) Puérulos (P). Completamente transparentes, sólo con los ojos pigmentados.

b) Puérulos (P1). Ligeramente pigmentado lateralmente, cuerpo deprimido y transparente.

c) Puérulos (P2). Pigmentación lateral bien definida de color carmelita pálido, cuerpo deprimido y aún transparente.

d) Post-puérulos (PP). Han experimentado una muda, bandas oscuras que recorren ambos lados del cuerpo, en las patas son fragmentadas.

e) Juvenil (PJ). Han experimentado dos o más mudas, poseen la coloración disruptiva de la especie, exoesqueleto duro, cilíndrico y con numerosas espinas.

Las fases predominantes en los colectores son entces puérulos y post-puérulos, aunque también se han observado juveniles de hasta de 18,7 mm Lc y desde los 16 mm Lc se pueden distinguir los sexos en esta especie. Esta clasificación permite discernir cualitativamente cuando una langosta, que no fue capturada y que mudó al menos dos veces en el colector, se fijó al dispositivo. Los juveniles capturados en los colectores, que han experimentado dos o más mudas, se consideran pertenecientes al mes anterior (Cruz et al., 1991).

Fig. 7 Diagrama del "equipo sacudidor" donde se muestran sus dimensiones

Fig. 8 En la foto se ilustra la forma en que los técnicos deben
sacar la lámina de PVC del colector

Fig. 9 En la foto se ilustra la manera en que se debe sacudir la lámina de PVC

Fig. 10 Se ilustra la bandeja plástica donde se colectan las langostas que se desprenden
de las motas o borlas. El contenido de la bandeja es filtrada con el auxilio
de un tamiz para lograr una separación minuciosa de los animales

También en estos tipos de colectores, principalmente en aguas cubanas, se han colectado otras especies de langosta: puérulos de Justitia longimanus, 1 Nisto y puérulos de Panulirus guttatus, por lo que se pueden utilizar para capturar otras especies de langostas.

Los ejemplares capturados en cada colector son contados, clasificados, y sí el estudio lo requiere se les mide el largo del cefalotórax con un pie de rey electrónico digital (Max-Cal) de 150 mm y con una precisión de 0,01 mm. El traslado de los ejemplares al laboratorio es muy fácil, vivos en un recipiente con suficiente aireación o se pueden preservar en una solución con formol al 5%. En la Tabla 1 se brindan valores de la talla media de ambos estadios como valores de referencia (Cruz et al., 1991)

Tabla 1. Largo del cefalotórax de los ejemplares capturados en los colectores ubicados en el archipiélago cubano

La talla media de los puérulos no difiere significativamente (P< 0,05) entre meses, aunque si se observan diferencias significativas (P<0,05) con la talla de los post-puérulos.

Durante el muestreo, para agilizar el trabajo con los ejemplares capturados, se recomienda clasificar las langostas en las siguientes categorías:

P = puérulos: PP = post-puérulos; Pj = juveniles

El modelo utilizado para el registro de la información primaria es el siguiente:

Instrucciones para llenar del modelo:

El índice de asentamiento (índice de puérulos, Ip = No Puérulos / No de colectores) es calculado como la captura media por colector, por mes y por estación (Cruz et al., 1991; Cruz, León y Puga, 1995; Cruz, Puga y León, 1995).

Para posibilitar el procesamiento de la información primaria de los puérulos de una forma rápida y segura, se confeccionó una hoja de cálculo en Microsoft Excel denominado Modelo-Puérulo.

4.2 MUESTREO DE LOS JUVENILES

La fase post-puérulos (talla media de 7,27 mm Lc) se extiende desde el estadio inmediato de la metamorfosis del puérulos hasta que alcanza un largo del cefalotórax entre los 6 y 16,50 mm. Entre los 16 y 20 mm ya se pueden diferenciar los sexos y los animales adquirieren los colores típicos de la especie. Desde esta talla (16,50 mm) y hasta que alcanzan la madurez sexual consideramos los ejemplares como juveniles.

El arrecife artificial de hormigón diseñado para el muestreo de los juveniles, consiste en ocho bloques dispuestos en un cuadrado en el nivel inferior con otros ocho bloques en una segunda ringla coronan la estructura, 118 * 30 cm, conformando una estructura de 16 bloques y cada bloque tiene un peso aproximado de 14 kg (Fig. 11). Tiene una altura de 30 cm que no estimula la concentración de peces adultos.

Fig. 11 Diagrama del arrecife artificial de bloques de hormigón

Este tipo de bloque puede ser adquirido en cualquier empresa que venda o fabrique materiales de construcción, su precio y/o costo de producción es bajo, es muy fácil de transportar a bordo de una embarcación, su manipulación y ubicación en el fondo marino se puede realizar manualmente por dos o tres buzos. Presenta una gran durabilidad, se ha utilizado por más de 15 años en un área de cría de langosta en Cuba, y es relativamente fácil su localización. No obstante, los orificios del bloque requieren de una limpieza periódica con el fin de eliminar determinados organismos, por ejemplo anémonas, cangrejos y determinados moluscos, que compiten por el alimento, el refugio y el espacio al desplazar a los juveniles.

El tiempo de permanencia del arrecife en el medio natural influye notablemente en el proceso de colonización, aunque el tipo de material, forma, tamaño, estabilidad y la productividad biológica en la estructura son los factores que pueden influir en una mayor o menor tasa de colonización. La superficie irregular y porosa de los bloques facilita el crecimiento de organismos incrustantes y algas, que conjuntamente con la fauna asociada (gasterópodos, pelecípedos y otros invertebrados) constituyen sin lugar a dudas una fuente alimentaria para los juveniles. Además, las oquedades y orificios de los bloques son aprovechados al máximo, protegen a los juveniles de los depredadores y les permite concentrarse, lo cual es un hábito específico, defensivo y natural de las langostas en esta fase del ciclo de vida (Berril, 1975), (Fig. 12).

Fig. 12 Estructura de hormigón colonizado por juveniles de langosta.
Nótese como las oquedades y orificios de los bloques son aprovechadas al máximo

Este tipo de refugio debe ubicarse en las áreas que por lo general se concentran los juveniles de langosta, conocidas comúnmente como áreas de cría. Estas son localidades que por lo general son de fondos someros, de una fauna muy rica y diversas donde predominan los anélidos, los moluscos, de una abundante vegetación marina (con cobertura variable de Thalassia testudinum, algas de los géneros Penicilius y Halimeda), por lo general aparecen bordeando los cayos y en ocasiones cercanas a la costa. El biotopo en ésta región se caracteriza por presentar bajos valores del diámetro medio de las partículas, seibadal de fango (microaleurítico), las menores densidades y biomasas de la macroinfauna, menores porcentajes de organismos con tallas superiores a los 5 mm y el menor número de taxones (Herrera et al., 1991). Este tipo de hábitat garantiza una alta tasa de crecimiento en los estadios post-puérulos y juveniles.

Para localizar estas áreas se deben realizar encuestas a los pescadores en las áreas de pesca. La extensión del criadero se debe delimitar a través de una inspección submarina de buceo autónoma, los juveniles por lo general se refugian en la vegetación submarina, en agregaciones de erizo negro (Diadema antillarum), en agrupaciones de 5 ó 6 ejemplares ocultos en el seibadal (Thallasia testudinum), en esponjas o gorgonáceos.

Cuando las capturas de juveniles se quieren utilizar para los análisis de la dinámica de poblaciones y/o con fin de pronosticar las capturas (Cruz, León y Puga, 1995; Cruz, Puga y León, 1995), el número adecuado de arrecifes dependerá de los siguientes aspectos:

• El área disponible, se debe determinar el área que cubre la zona de cría y conocer las principales características de los factores bióticos y abióticos de los diferentes biotopos.

• La densidad de juveniles, se puede estimar a partir de datos de marcado y recaptura (Jones, 1966) y/o utilizando el método de rastreo circular (James, 1979) mediante buceo autónomo nocturno.

• El número de ejemplares por estructura de hormigón (índice de abundancia), sí es muy bajo es recomendable incrementar el número de arrecifes.

• El grado de precisión requerido, sí las variaciones del reclutamiento entre temporadas o años son muy bajas se debe valorar nuevamente el área seleccionada o incrementar el número de arrecifes. También es recomendable seleccionar más de un área de estudio, aunque esto dependerá de la fuerza de trabajo disponible y de los costos de operación.

El estudio se debe iniciar calando como mínimo 20 estructuras de hormigón. Después de un año de muestreo inicial piloto se puede calcular el tamaño de la muestra, realizando un análisis de varianza (ANOVA) entre la interacción de los meses y la posición del refugio. El error permisible que va a decidir el investigador debe estar en función de la importancia del trabajo que se va acometer, así como en el costo del muestreo. En este caso es recomendable utilizar una precisión del ±10% (Yamane, 1970), que es muy aceptable para trabajos ecológicos en general, para estimar el número de estructuras que se deben ubicar en el área de cría.

A los conteos de juveniles se les realizó una transformación logarítmica (log10) antes del análisis para satisfacer las asunciones de normalidad (Sigarroa, 1985).

El número de estructuras (N) se calcula en:

N = (n1 * (s)²⁾ / d²

Donde:

N= número de estructuras de bloques de hormigón

n1 = número de estructuras utilizadas durante el muestreo piloto

(s)² = valor residual del ANOVA

d = precisión (± 10% del valor medio)

Los arrecifes se ubican con una separación entre 25 a 30 metros y se distribuyen conformando un rectángulo, como se ilustra en el esquema. Para localizarlas, se les amarra una chapilla plástica numerada y se posicionan con el auxilio de un GPS.

Este tipo de diseño incrementa la disponibilidad de refugio, el comportamiento gregario y residencial de los juveniles, ya que cuando estos concluyen sus desplazamientos nocturnos (en busca de alimento) o nomádicos por lo general regresan al mismo refugio o seleccionan otro adyacente y no se desplazan fuera del área de cría. Los resultados de las marcaciones realizadas en el área de cría de Bocas de Alonso (Golfo de Batabanó) y los estudios de colonización efectuados en 60 estructuras de bloques, que cubren un área de 0,25 km² (León et al., 1991), avalan este comportamiento, teniendo en cuenta que la velocidad media de los juveniles es de sólo 44 m/día y el 74% de los animales marcados permanecieron en el área de cría con una talla media igual a los 52 mm Lc, que fue significativamente diferente (p=0,05) a la de los emigrantes (76 mm Lc) cuando se reclutaron a la pesquería.

La captura se efectúa desde un bote o lancha con motor fuera de borda, en el cual van como mínimo 3 técnicos. Las langostas que se van a cuantificar y medir por estructura debe ser colectadas por dos buzos manualmente, con el auxilio de un pequeño chapingorro o el chinchorro langostero (Cruz y Phillips, 1994) en dependencia del número de ejemplares que se observen en el refugio. Los ejemplares capturados se colocan en un recipiente con agua de mar, se les mide el largo del cefalotórax con un pie de rey, sé sexan y por último se liberan en el mismo refugio donde fueron capturados a fin de eliminar las migraciones inducidas. Cuando no se necesite medir y sexar más los ejemplares se puede realizar un censo submarino directo, cada buzo cuenta los ejemplares de un lado y se lo comunica al técnico que se encuentra en el bote, la operación se repite hasta completar los cuatro lados del refugio.

Una vez que el buzo le haya suministrado las langostas capturadas al técnico en el bote, este registrará la información general por estructura y anotará algunos datos oceanográficos de interés, en la planilla que se muestra a continuación.

MUESTREO DE JUVENILES

Nombre del técnico:--------------------------------------------------

Nombre del barco:----------------------------------------------------

Fecha:------------------------ Zona de cría: -------------------------

Tipo de fondo:---------------------------------- Profundidad:------

Temperatura:-------- Salinidad:----------- Oxigeno--------------

El índice anual de abundancia se calcula como la media del número de juveniles capturados por refugio, por mes y estación, el cual proporciona una medida de la fortaleza relativa de la abundancia por unidad de área.

Ij = No juveniles / No de estructuras artificiales

donde:

Ij = índice de juveniles

Para posibilitar el procesamiento de la información primaria de los juveniles de una forma rápida y segura, se confeccionó una hoja de cálculo en Microsoft Excel denominado Modelo-Juvenil.

4.3 MUESTREO DE LOS ADULTOS

4.3.1 Estratificación

Para el muestreo de los pre-adultos y los adultos se recomienda el método aleatorio estratificado, de manera que nos permita obtener una muestra representativa de la población que se desea estudiar.

Tabla 2. Estratificación de las zonas de pesca de langosta

C = código utilizado para cada estrato
Iar = índice de actividad reproductora (Cruz y León, 1991).
IPR = índice de reclutamiento a la pesquería (Cruz, Puga y León, 1995).
Talla media (mm Lc) = Sansón et al., (1991)

La población total se divide o estratifica (estratificación) y las categorías o estratos (por ejemplo, región sur, norte y zonas someras) se seleccionan teniendo en cuenta las características del hábitat y/o de la información que se tenga sobre el comportamiento de diferentes índices independientes de la pesquería. En la Tabla 2 que se muestra a continuación se detallan los diferentes estratos seleccionados en la región del Golfo de Batabanó. La primera al sur de los cayos (cercana al talud de la plataforma), presenta los ejemplares de mayor talla y con valores muy altos de la actividad reproductora durante casi todo el año; una segunda región al norte con valores más bajos; por último una tercera de aguas someras y en ocasiones más cercana a la costa con una talla promedio más baja, un elevado número de pre-recluta e índices reproductivos casi nulos.

Sí se tiene un conocimiento previo de la zona y se han realizado muestreos durante varios meses en el mar, los datos se pueden organizar y proceder con los cálculos para obtener un tamaño de muestra dentro de cada estrato. Sí no se tiene un conocimiento de la zona a muestrear, habrá que esperar que la investigación esté bastante avanzadas como para conocer la variabilidad de la composición por tallas de las capturas en el mar y otros parámetros.

En la Tabla 3 se ilustra el número de langostas muestreadas por estratos durante el año 1987 en el Golfo de Batabanó. Como las observaciones dentro de los estratos es aproximadamente del mismo tamaño es muy probable que se obtengan ganancias en la precisión debido a la estratificación.

Tabla 3. Número de langostas muestreadas por estratos en 1987. Golfo de Batabanó

Para calcular los tamaños de muestra por estrato se adoptó la metodología de Gulland (1966), ejemplificada por Sparre y Venema (1995). Las ecuaciones básicas son las siguientes:

n(j) = n * ((N(j) * S(j)) / (SN(j) * S(j))))

n = n1 + n2 + n3

donde:

N (j) = número de localidades muestreadas
n (j) = tamaño de la muestra
S (j) = desviación estándar
Y(media) (j) = promedio del estrato

ESTRATO 1

n(1) = 15874
N (1) = 84
Y (1) = 185
S (1) = 34,05
n = 165 n = 170 (aproximadamente)

ESTRATO 2

n(2) = 10298
N (2) = 48
Y (2) = 209
S (2) = 50,98
n = 247 n = 250 (aproximadamente)

ESTRATO 3

n(3) = 14757
N (3) = 72
Y (3) = 268
S (3) = 43,77
n = 212 n = 200 (aproximadamente)

En la Figura 13 se ilustra a modo de ejemplo, la estratificación de las zonas de pesca de la langosta en el archipiélago cubano teniendo en cuenta los aspectos discutidos en este epígrafe^[1].

Fig. 13 Mapa de Cuba mostrando los diferentes estratos donde se realizan los muestreos de langosta

Gulland y Rosenberg (1992) señalan algunas orientaciones generales para la fase inicial de una investigación, que en nuestro caso lo hemos adaptado a las características de la población y al tipo de diseño estadístico:

• Como la especie es de ciclo largo y la pesquería es muy estacional el muestreo deberá abarcar todos los meses del año, incluyendo los períodos de veda, para examinar las diferencias entre un año y otro.

• El muestreo debe distribuirse por toda la pesquería, estableciendo todos los estratos necesarios. Las muestras deben ser moderadamente grandes (250 ejemplares) para establecer la composición por tallas de las capturas en un determinado momento y lugar.

• Deberá haber suficiente duplicación dentro de los estratos, es decir, muestras del mismo arte, en la misma zona y el mismo mes, para establecer el nivel de la varianza dentro de los estratos y, por tanto, el grado de precisión que probablemente se pueda alcanzar.

El tamaño de muestra para cada estrato se ha calculado entre 170 y 250 ejemplares que coincide con el calculado por Coyula y Cruz (no publicado) de 250 langostas. Este calculo coincide con la norma establecida Hoenig et al. (1987) y con las recomendaciones publicadas por la CIPAN (1974), que establecen al menos una muestra de 200 ejemplares por cada estrato.

Es importante destacar, que el tipo de arte y la técnica de pesca que se utilice pueden influir en los resultados que se pretendan alcanzar durante la selección de la muestra. Los muestreos de langostas se deben realizar a bordo de los barcos comerciales que operan en diferentes zonas de pesca como se explico anteriormente. Este procedimiento aportará datos de alta calidad, con información exacta sobre el lugar de la captura y otros aspectos. Este tipo de muestra será eficiente en la medida que se establezca para toda la pesquería.

4.3.2 Colecta de los datos

Para la colecta de la información, el observador se pondrá de acuerdo con el pescador para que le entregue la captura sin efectuarle la selección de las langostas fuera de talla, con freza, con masa espermatófora y muda. Este procedimiento eliminará o disminuirá el sesgo en cada muestra. En cada uno de los muestreos se desarrollará el siguiente procedimiento:

Una vez que el pescador le vaya suministrando las langostas capturadas al observador, este procederá y registrará la información general, pesquera y biológica, en la planilla MUESTREO DE LANGOSTA que se muestra a continuación.

Sexo:

Esta especie presenta un conjunto de caracteres anatómicos externos que permiten diferenciar el macho de la hembra. Estos se pueden resumir en los siguientes:

MUESTREO DE LANGOSTA

Nombre del observador:----------------------------------------------------------------------------

Empresa o Cooperativa pesquera:---------------------------------------------------------------

Nombre del barco:-------------------------------------------------------------------------------------

Fecha:----------------- Zona:---------------------------------- Sub-zona:---------------------------

Arte de pesca:------------------------------------ Técnica de pesca:-----------------------------

Artes trabajados:----------- Artes vacíos:---------- Días de calado:------------------------

Tipo de fondo:------------------------------------------------------- Profundidad:-----------------

Talla y peso:

Las langostas colectadas son sexadas, se les mide el largo del cefalotórax, con un pie de rey de 200 mm y una precisión de 0,01 mm. Sí el estudio lo requiere, a cada ejemplar se le determina el peso total (gramos) con una balanza monoplato o de resorte con una capacidad de 2 000 g y una precisión de 5 g.

Lc = largo del cefalotórax, medición que se realiza desde la escotadura que existe entre los grandes acúleos al borde posterior del carapacho.

Wt = peso total del ejemplar en gramos.

Muda:

El acto de la muda, cuya duración es de aproximadamente 20-30 minutos, es una breve interrupción en los procesos normales en la vida de la langosta y constituye el período más vulnerable hasta tanto el nuevo carapacho se endurece. Durante el muestreo se pueden determinar externamente, de una manera muy fácil, los estadios de Pre-muda y Post-muda. En la Pre-muda se presentan unas incisuras a ambos lados del carapacho y en la Post-muda el exoesqueleto tiene la consistencia de una delgada membrana y al tacto es como si fuese de goma elástica.

Estados reproductivos:

Durante la colecta de los datos se pueden encontrar ejemplares hembras en diferentes estados reproductivos, por lo que en la planilla se debe consignar con una cruz (X) en la celda correspondiente.

CHCM: hembras con la fresa (hueva externa) y con la masa espermatófora (chapa), (Fig. 14).

CHSM: hembras con la fresa (hueva externa) y sin la masa espermatófora (chapa).

SHCM: hembras sin la fresa (hueva externa) y con la masa espermatófora (chapa), (Fig. 15).

SHSM: hembras sin la fresa (hueva externa) y sin la masa espermatófora (chapa).

El diámetro de los huevos, desde el desove hasta el momento de la eclosión de las larvas, varía entre los 509 mm y 618 mm. Estos aumentos de tamaño ocurren paralelamente con los cambios de color. En hembras recién desovadas los huevos tienen un color naranja brillante; posteriormente, en un estadio más avanzado toman una coloración naranja oscura, en los cuales se pueden delimitar los ojos de la futura larva y en masas ovígeras próximas a la eclosión la coloración es carmelita oscuro (Cruz, 1980).

El macho depositará el semen en forma de una masa espermatófora, que puede presentar un color gris claro (recién puesta) o negro (oxidada), que se endurecerá y aportará los espermatozoides para fecundar los huevos, una vez que la hembra, al ovular, los libere, rompiendo partes de la masa espermatófora. Después de haber madurado los machos y haberse apareado con las hembras, depositándole el semen en la forma descrita, el paso siguiente es el de la maduración de las hembras. Este paso puede ser previo, sincrónico o posterior al apareamiento y llegado a él la hembra ovula.

Fig. 14 Hembra ovígera y con masa espermatófora

Fig. 15 Hembra con la masa espermatófora, de color gris, recién puesta

Los ovarios de la langosta sufren una serie de transformaciones micro y macroscópicas. El tamaño y color de los ovarios van variando, desde una filamentosa e incolora, hasta una grande y rojiza. Estas manifestaciones macroscópicas no son más que la integración de toda una serie de cambios microscópicos, en el transcurso de los cuales las ovogonias maduran y crecen hasta convertirse en óvulos. Los ovarios pueden ser estudiados mediante una escala (Buesa y Mota Alves, 1970) donde aparecen las diferentes coloraciones que van adquiriendo estos desde la fase de reposo hasta la preovulatoria. Las fases del desarrollo están agrupadas según los datos de la Tabla 4

Tabla 4. Clasificación macroscópica de los ovarios de langosta, tomado de Buesa y Alves, 1970

Para el análisis del estadio de los ovarios, del total de langostas sin hueva y sin chapa (SHSM) se procederá a descolar un número de ejemplares. Los cambios de coloración, en un sucesivo aumento de las talidades amarillo-anaranjado-rojiza, se corresponden con los cambios en tamaño y con el aumento del volumen de los ovarios, con su consecuente incremento en peso, llegando a alcanzar entre 25 y 30 gramos en los últimos estadios (6-7). El ovario maduro (fase IV) presenta una coloración rojiza intensa y ocupa casi la totalidad del cefalotórax, incluso en hembras de talla pequeña los extremos caudales del ovario llegan a introducirse entre los músculos del abdomen, llegando inclusive a conferirle un cierto tinte anaranjado a esas masas musculares. En la columna Ovario se debe consignar el estadio, poniendo el número arábigo o romano que le corresponda según la escala de colores (Tabla 5).

Tabla 5. Escala de colores para la clasificación de los ovarios de la langosta Panulirus argus

Fig. 16 Ovario maduro de langosta

4.3.3 Procesamiento de los datos

4.3.3.1 Factor de amplificación

En la elaboración de los datos obtenidos mediante un sistema de muestreo de este tipo, son importantes los factores de amplificación, que consisten en la relación entre el peso muestreado de las langostas en las zonas de pesca y el peso total desembarcado, tanto para la totalidad de los desembarques como para cada barco muestreado. Sí la muestra es pequeña con relación al desembarque total, el factor de amplificación puede llegar a ser muy grande y sí las muestras están sesgadas esto se verá reflejado en los totales a una mayor escala.

El procedimiento es el siguiente:

Sea b = número de barcos de los que se tomaron las muestras, y para un barco cualquiera de ellos, digamos el i-ésimo.

Wi = peso desembarcado

wi = peso muestreado

ni = número de peces del tamaño requerido en la muestra

FA = Wi / wi = factor de amplificación

FA*ni = ni * (Wi / wi) = número de langostas del tamaño requerido en la muestra

Para todos los barcos muestreados en los diferentes estratos:

b

Sni * FAi = n = número total de langostas que hay en todos los barcos muestreados

Supóngase el siguiente ejemplo hipotético, donde se han muestreado 220 langostas, en un barco cualquiera y durante un mes. Los resultados de los datos contenidos en la planilla Muestreo de Langosta fueron los siguientes (Tabla 6):

Tabla 6. Parámetros de la población muestreada

El peso desembarcado del barco en el mes de abril de 1998 fue de 800 kg y el de la muestra fue de 124 kg, obtenida al multiplicar el peso medio (Wt 0,562 kg) por el número de langostas muestreadas (N = 220).

Donde el factor de multiplicación fue el siguiente:

Wi / wi = FA = 800 / 124 = 6,47

El número de ejemplares para todo el barco vendrá dado multiplicando el número de langostas (N) de cada categoría por el FA. Este procedimiento se puede aplicar para el número de ejemplares por talla, edad, diferentes estados reproductivos y de muda, como se ilustra en la Tabla 7.

Tabla 7. Aplicación del factor de amplificación

4.3.3.2 Índices pesqueros

Sí la captura total desembarcada (Capt2) es de 800 kg, se puede realizar un estimado del esfuerzo total (f2) ejercido durante el mes por el barco langostero en la zona de pesca (Tabla 8).

Tabla 8. Datos de captura y esfuerzo del muestreo y el desembarque

CPUE = Capt1 / f1 = 124 / 40 = 3,10

Donde: Esfuerzo total (f2) = Capt2 / CPUE = 800 / 3,10 = 259.

f2 = 259 pesqueros levados o revisados durante el mes de abril.

4.3.3.3 Índices independientes de la pesquería

Con los datos registrados en el modelo "Muestreo de Langosta". El índice anual de pre-reclutas, basado en el número de langostas inferiores a la talla de reclutamiento (£ 76 mm Lc), puede ser calculado mediante el cociente que relaciona el número de langostas capturadas entre 50 y 76 mm Lc con el número de pesqueros revisados, por mes y estación (Cruz, Puga y León, 1995). Este índice también puede ser calculado por sexo.

IPR = No langostas (50-76mm) / No de pesqueros trabajados.

donde: IPR = índice de pre-recluta

Los resultados del y la utilización del factor de amplificación se presenta en Tabla 9.

Tabla 9. Aplicación del factor de amplificación a los pre-reclutas (ejemplares £ 76 mm Lc)

Otros índices (Tabla 10) que se relacionan con la reproducción y el crecimiento pueden ser calculados de la siguiente manera:

Índice = (FA * N) / f2

Donde f2 = 259 pesqueros revisados.

Tabla 10. Índices independientes de la pesquería

Para caracterizar la reproducción por localidad o estratos se propone el índice de actividad reproductora utilizado por Cruz et al. (1990) en el archipiélago cubano, el cual se expresa como la relación del total de hembras muestreadas en cualquier estado reproductivo entre el total de hembras capturadas.^[2]

Iar = H-ER / T-H = 29 / 102 = 0,28

Iar = índice de actividad reproductora.

H-ER = hembras en estado reproductivo (con freza, masa espermatófora y madura).

T-H = total de hembras capturadas.