روهانا ب سوباسنجي (1) ، دافيد كوري ( 2 ) ، شارون إ . ماك جلادري ( 3 ) ، ديفين بارتلي ( 4 )
Rohana P. Subasinghe, David Curry, Sharon E. McGladdery and Devin Bartley
سوف تواجه تربية الأحياء المائية الع د يد من التحديات فى العقد القادم، ومن أبرزها مقاومة الأمراض والأوبئه وتحسين واستئناس قطعان التناسل، وتطوير الأعلاف المناسبة ونظم التغذية، وتقنيات التفريخ (التفقيس) ، بالإضافة إلى إدارة جودة المياه . وتمثل هذه المجالات مدى واسعآ لتدخل التكنولوجيا الحيوية والتقنيات الأخرى. ويمكن وصف التقنية الحيوية في مجال تربية الأحياء المائية بانها "التطبيق العلمي للمفاهيم البيولوجية التي تحسن الإنتاجية والجدوى الاقتصادية للقطاعات الصناعية المختلفة المرتبطة بها (Liao and Chao, 1977). كما تصف اتفاقية ا لتنوع البيولوجى التكنولوجيا الحيوية بأنها " أي تطبيق تكنولوجي يستخثم النظم البيولوجية والكائنات الحية أو مشتقاتها لإنتاج، أو تعديل، المنتجات لأغراض محددة". وتشمل التقنية الحيوية العديد من النهج التي يمكنها تحسين إنتاج الكفاف والإنتاج التجاري لتربية الأحياء المائية وإدارتها. وعلى الرغم من أن بعض التقنيات الحيوية تعتبر حديثة ومبتكرة فإن بعضها الآخر يطبق منذ زمن بعيد، مثل استخدام التخمر والتسميد في الأحواض السمكية لزيادة إنتاج الغذاء. والكثير من التقنيات الحيوية الحديثة يعتمد على المعرفة السريعة التطور لعلوم البيولوجيا الجزيئية والوراثة. وتشبه التقنيات الحيوية الرئيسية المستخدمة في الاستزراع المائي تلك للمستخدمة في قطاعات الزراعة الأخرى. ويعتبر تطور المعرفة اللازمة للاستخدام الآمن والأمثل للتقنية الحيوية في مجال تربية الأحياء المائية ذا أهمية خاصة حيث يمثل مجموعة من التحديات الفريدة بسبب اختلاف الأنواع المستزرعة والأنظمة المستخدمة. ويجب عند استخدام التكنولوجيا في مجال تربية الأحياء المائية مراعاة حماية التنوع المائي الطبيعي والتأثيرات الكامنة على اقتصاد التجمعات الريفية والسكان القائمين على الكفاف. ويتزايد دور التقنية الحيوية فى تحقيق الأمن الغذائي والحد من الفقر وإدرار الدخل، ولذلك لابد أن نكون مستعدين لمواجهة التحديات التي ينطوي عليها هذا الأمر وتطوير هذه التقنيات بأسلوب رشيد.
إن تطبيقات الأسس الوراثية بغرض زيادة انتاج الحيوانات المائية متخلفة كثيرا عن تطبيقاتها في مجال النبات والماشية. فليس هناك سوى عدد قليل من الأنواع المائية المستزرعة قد خضع لبرامج التحسين الوراثي (Gjedrem,1977) وعلى الرغم من ذلك، فللتقنية الحيوية والوراثة إمكانات هائلة لزيادة الإنتاج وتعزيز الاستدامة البيئية. ويمكن تطبيق التقنية الحيوية بهدف زيادة التناسل، ونجاح التطور المبكر الكائن المستزرع، وأيضا لإطالة فترات توافر البنور واليرقات. كما أن للوراثة القدرة على تلبية احتياجات الأسواق الجديدة من المنتجات المستزرعة، مثل تسويق نكهات محددة أو منتج ذي مواصفات تقنية أو جمالية خاصة. ويمكن للتقنية الحيوية أن تساهم في تحسين نجاح التناسل وزيادة فرص بقاء الأنواع المهددة بالانقراض، وتساهم بذلك في تعزيز التنوع البيولوجي المائي والمحافظة عليه. فتكنولوجيا نقل الجينات يمكن أن ترفع من معدلات النمو، وحجم التسويق، معاملات التحول الغذائي، ومقاومة الأمراض، وقضايا العقم، وتحمل الظروف البيئية القاسية. ففي قطاع تربية الجمبري ( الروبيان ) ، تم انتاج جمبري مهندس وراثيا ) عن طريق نقل الجينات ( (Mialhe et al., 1995) ، ولكن لم يحدث تطوير ناج ح لهذه التقنية حتى الآن لكي يتم استخدامها . تجاريا (Bach re et al., 1997; Benzie, 1998) . وما زال استخدام الكائنات المهندسة وراثيا في تربية الأحياء المائية (كما في القطاعات الأخرى) أمرا مثيرا للجدل، وبالتالي فلابد من طرح قضايا تثقيف المستهلك وقبوله لهذه المنتجات.
وتستفيد تربية أسماك الكارب والبلطى في آسيا في الوقت الحاضر من أبحاث الوراثة في عدد من الاتجاهات، تشمل التسلسل الوراثي، وتطوير أدلة وراثية محددة. والأدلة الوراثية هي قطع قصي ر ة وفريدة من الشفرة الوراثية، يمكن أن تساعد في وعوامل تحديد مواقع الجينات المهمة للنمو، تحديد الجنس، والتعرض للأمراض (Kocher et al., 1998) . وقد أدت هذه التقنيات بالفعل إلى تحسينات وراثية في عدد من الأسماك المستزرعة. وقد استخدم المزارعون في آسيا، ولأجيال عديدة، الطرق التقليدية في إنتقاء الأسماك بغرض التناسك، عن طريق إنتقاء الصفات الظاهرية المرغوب فيها. وقد أدى ذلك في كثير من الأحوال إلى ظاهرة التربية الداخلية أو تربية الأقارب، وخفض الإنتاج Chen Defu and) (Shui Maoxing, 1995 . ولذلك فإن تطوير المفهوم الوراثى لدى ملايين المزارعين الصغار في آسيا يعتبر تحديا صعبا، خاصة وأن النهج التقليدية قد ركزت على تحسين قطعان أساسية يمكن توزيعها على المزارعين.
ويعتبر مشروع "التحسين الوراثى للبلطى المستزرع " (Gift) في آسيا مثالا لبرنامج يهدف إلى الفحص الوراثي لنوع مهم من الأسماك المستزرعة. وقد عمل هذا المشروع على تربية هجين البلطي النيلي وسلالاته عبر آسيا، بهدف تطوير خطوط نقية وتوزيع السلالات ذات الكفاءة الإنتاجية العالية على المزارعين. وهذا المشروع هو ثمرة مجهود مشترك بين المقر الرئيسي للمركز الدولي لإدارة الموارد المائية الحية (إكلارم ICLARM-) في ماليزيا، وعدد من المعاهد البحثية في ماليزيا والفليبين والمملكة المتحدة والولايات المتحدة الأمريكية. ولم يصل هذا البرنامج إلى مرحلة التسويق التجارى الكامل بعد، كما أن البلطى "المحسن " مازال يخضع لتقييم علماء المصايد في معظم الدول المشاركة في المشروع. وعلى الرغم من ذلك فقد أظهر البرنامج امكانية عالية لتحسين إنتاج البلطي (http://www.iclarm.org/resprg_1f.htm) . ويمكن تنفيذ برامج تناسلية مما ث لة على أسماك الكارب الهامة تجاريا، مما قد يؤدى إلى فوائد مماثلة، وذلك لأن إنتاج يرقات الكارب أكثر مركزية عن إنتاج يرقات البلطي، وبالتالى فإن انتشار السلالات المحسنة له يمكن أن يتم بشكل يسير.
وتوجد فروق في النمو بين الذكور والإناث في العديد من أنواع الأسماك المستزرعة في المياه العذبة. ومن هنا تبرز أهمية تطوير تقنيات لإنتاج أسماك أحادية الجنس. وقد اعتمد المزارعون في الماضي على استخدام الهرمونات أو التهجين لإحداث التحول الجنسي، كما في البلطي. ولكن هذه التقنيات لها مضارها، فاستخدام الهرمونات في إنتاج حيوانات الطعام يثير قلق المستهلك، كما أن عمليات التهجين التي تؤدي إلى توزيع غير متماثل للجنسين ربما لا تؤدي إلى أفضل الهجائن إنتاجا. ولذلك فهناك بدائل مطروحة لإنتاج كائنات أحادية الجنس تشمل الاستنساخ عن طريق زرع الأنوية والتكاثر اللاإخصابي. فإمكانية استنساخ الكارب قائمة منذ أكثر من 30 عاما (Zhu et al., 1985) ، ويمكن أن تكون أساسا جيدا لإنتاج يرقات جميعها من الإناث. وفى العديد من أنواع الكارب الاقتصادية تنمو الإناث أسرع من الذكور خلال السنوات الأولى من العمر، ولذلك يفضل المزارعون تربية الإناث. ويمكن إنتاج الإناث من بعض أنواع الكارب مثل الكارب الفضي القشري الكروشي (Carassius auratus gibelio) التى يمكنها أن تتناسل لا إخصابيا (تناسل أنثوي أحادي الجنس). وقد استخدم التكاثر اللاإخصابى في الصين لسنوات عديدة وذلك لإنتاج خطوط نقية من الكارب الشائع والكارب الفضي وكارب الزينة الملون (Jian-Fang Gui and Qi-Ya Zhang, 2000) .
أما في حالة البلطي، فتفضل تربية الذكور لأنها تنمو أسرع من الإناث. وقد تم حديثا إنتاج سلالات من الذكور عن طريق استخدام ذكور تحتوي على كروموسوم .YY وتسمى هذه الذكور أحيانا بالذكور الممتازة (الذكور السوبر). وهذه الذكور هي نتاج لذكور طبيعية تم تهجينهـا مع إناث ناتجة من تحول جنسي للذكور باستخدام الهرمونات. وربع الذرية الناتجة من هذا التزاوج تحتوي على YY في كروموسوماتهم الجنسية بدلا من الصورة الطبيعية XY . ولذلك فعند تهجين ذكر YY مع أنثى طبيعية تكون نسبة عالية من الذكور الناتجة ذكورا طبيعية تحتوي على الكروموسوم XY (شكل 1).
ولا يعتمد تمييز الجنس على الكروموسومات XY/XX بشكل مطلق، حيث أن نسبة قليلة ) عادة أقل من %5 ) من الذرية تكون إناثا. ولكن هذه التقنية تمنح القائمين بعمليات التهجين الحرية في اختيار أفضل الأنواع، وأيضا في تحاشي استخدام الهرمونات في إنتاج أسماك الطعام (Mair et al., 1999) . وقد أصبحت هذه التقنية متطورة جدا في اسماك البلطي، كما تجرى البحوث الآن على تطبيقها في بعض أنواع الأسماك الأخرى. ونظرا لاستمرار مقاومة المستهلك لاستخدام الأسماك المعالجة بالهرمونات، فسوف تزداد أهمية التقنيات الأخرى مثل تقنية "الذكور الممتازة" خاصة في حالة الأسماك المنتجة بغرض التصدير. كما أن إنتاج "الإناث الممتازة" (السوبر) بتقنيات مماثلة لتلك المستخدمة في إنتاج الذكور الممتازة ربما يكون مجديا.
وفي بعض الأسماك المستزرعة، يشكل النضوج المبكر والتزاوج قبل الوصول لحجم التسويق إحدى عقبات الإنتاج. ففي مثل هذه الحالات تستخدم الطاقة الغذائية لإنتاج البيض بدلا من استخدامها للنمو، وفي حالات أخرى، كما في البلطي، تمتلئ الأحواض بالأسماك صغيرة الحجم. ويعتبر ذلك مشكلة هامة في تربية البلطي النيلي في أفريقيا. ولذلك فإن استخدام يرقات عقيمة مفيد لمواجهة هذه المشكلة. ومن التقنيات المستخدمة في ذلك هو إنتاج أسماك تحتوي على مجموعة إضافية من الكروموسومات، أي اسماك ذات أنوية متعددة الانقسام ) Polyploid الانقسام الثلاثي (Triploid أو الانقسام الرباعي (Thorgaard, 1986) (Tetraploid) . ويتم ذلك عن طريق تعريض البيض المخصب لصدمة حرارية أو صدمة بالضغط أثناء مراحل النمو الجنيني المبكر، لإحداث انقسامات تؤدي للحصول على خلايا متعددة الكروموسومات تؤدي بدورها إلى إنتاج أسماك عقيمة في معظم الحالات. وقد استخدم الانقسام الثلاثي والرباعي في العديد من أنواع أسماك الكارب، مثل الكارب القشري، الكارب ذي الرأس الكبير، الكارب الفضى، والكارب الشائع (Jian-Fang Gui and Qi-Ya Zhang, 2000) .
ويعتبر نقص إمداد الزريعة (الذرية) من المصايد الطبيعية أحد معوقات تربية أسماك النهاش (snappers) من جنس "الحمرة " Lutjanus " . ولكن الباحثين في جنوب الولايات المتحدة الأمريكية قد نجحوا مؤخرا في تفريخ أحد الأنواع هو L. analis ، ومازالوا مستمرين في دراساتهم لتربية وتسمين هذه الأسماك (Benetti et al. 2001). ففى جامعة ميامي تم إنتاج بيض هذا النوع لأول مرة عن طريق استخدام المعالجة البيئية بدلا من استخدام الهرمونات. ويأمل هؤلاء الباحثون في إمكانية الحصول على البيض طيلة العام باستخدام هذه التقنية. كما توصل الباحثون في معهد هاواي لعلوم البحار إلى نتائج مماثلة على نوع آخر من أنواع النهاش هو Oceanic Institute News, 2000) L. campechanus).
ولتطبيقات التقنيات الجزيئية مستقبل واعد في تربية الأحياء المائية، حيث أنها تساعد فى الحصول على مزيد من المعلومات الدقيقة حول التنوع الوراثي للمخزونات الطبيعية، كما تسمح بعمليات الترقيم الوراثى للحيوانات أثناء برامج التناسل (Subasinghe et al., 2000) . وتحتاج برامج التناسل الفعالة إلى تحديد ومتابعة الأصول الوراثية للكائنات المدروسة كل على حدة. ولكن ترقيم العديد من الأنواع بالوسائل الطبيعية خص المراحل العمرية المبكرة هو أمر صعب. ولذلك تم تطوير الأدلة الوراثية عن طريق استخدام الحمض النووي DNA و (Fragment Length Polymorphisms; AFLP's Amplified) وذلك لتتبع الأصول الوراثية والوصول إلى خريطة وراثية لتعريف الصفات الكمية للمواقع الجينية (Quantitative Trait Loci; QTLs). وهى الشفرات الوراثية للصفات ذات القيمة الإنتاجية مثل معدلات النمو ومقاومة الأمراض وتحمل البرودة (Garcia et al., 1996; Benzie, 1998; Moore et al., 1999; Agresti et al., . 2000).
ويزداد التوجه في الوقت الراهن إلى استئناس بعض أنواع الجمبري. ولكي يتم الحد من التأثير البيئي وزيادة استخدام التنوع الوراثي، فيجب أن تتوقف تربية الجمبري عن الاعتماد على تجميع اليرقات من البيئة الطبيعية (Wang, 1998) قد تكون اليرقات التي يتم صيدها من البيئة الطبيعية في الوقت الحاضر أكثر جدوى من الناحية الاقتصادية وأفضل أداء من تلك المنتجة في المفرخات ) المفقسات ( ، ولكن هناك مخاطر من دخول الميكروبات مع هذه اليرقات إلى مزارع الجمبري. كما أ ن تجميع اليرقات من البيئة الطبيعية يصاحبه صيد كميات كبيرة من الكائنات المائية الأخرى في صورة صيد جانبي. وسوف تؤدي التطورات الحديثة في التربية، وتربية اليرقات، وتغذية اليرقات، والتحسينات الوراثية في الجمبري المستزرع إلى الإقلال من الاعتماد على تجميع اليرقات من البيئة الطبيعية في المستقبل. فعلى سبيل المثال، قد تحقق نجاح كبير في تطوير أمهات للتزاوج من بعض أنواع الجمبري مثل نوع penaeus vannamei خالية من ميكروبات نوعية (Specific pathogen free; SPF) . وبعض هذه الأمهات متوفر تجاريا فى الوقت الحاضر. كما تجرى محاولات مماثلة لاستئناس الجمبري النمر العملاق P. monodon ، ولكن لم يحدث سوى تقدم طفيف في هذا الصدد حتى الآن.
وقد تم استخدام الهرمونات لتنظيم التناسل فى عدد كبير من أنواع الأسماك المستزرعة بكفاءة ونجاح. ولكن التقدم في استخدامها في تربية الجمبري والرخويات كان بطيئا. وقد أوضحت الأبحاث الحديثة إمكانية المعالجة الكيميائية للهرمون العصبي المثبط للمناسل (Gonad inhibiting neurohormone; GIH) بحيث يمكن تحفيز التناسل بدون إزالة ساق العين، وبالتالي ايقاف التأثير السلبي الذي يحدث نتيجة إزالة ساق العين .(Keeley, 1991; Wang et al., 2000) ومازالت التجارب جارية على كيفية عزل هذا الهرمون (GIH) من الجمبري. ولكن اكتشاف تركيبه ووظائفه عن طريق التقنية الحيوية للبتبيدات يبشر بإمكانية واعدة في مقاومة تأثيره المثبط للتناسل. ولكن يحتاج هذا الأمر لمزيد من الأبحاث، وقد يعجل التعاون بين الباحثين ومزارعي الجمبري والمانحين للدعم من مناطق مختلفة من تحقيق هذا الهدف.
إن إنتاج مخزونات خالية من ميكروبات نوعية Specific pathogen free; SPF أو مقاومة لميكروبات نوعية Specific pathogen resistant; SPR هما هدفان متكاملان يتم تطويرهما من خلال برامج إدارة أمهات التزاوج في الجمبري. والميكروبات "النوعية" المستخدمة في هذه البرامج هي التي يتم تدوينها تحت مسمى "معلومة" بواسطة المكتب الدولي للأمراض الوبائية ( OIE )، حيث أنها تسبب قلقا تجاريا وتهديدا جوهريا للإنتاج (OIE, 2000 ,2001) . ويتم إنتاج الجمبرى الخال ي من ميكروبات نوعية (SPF) عن طريق انتقاء حيوانات معروفة بخلوها من ميكروبات معينة واستخدامها كأمهات للتزاوج، ثم تربية نسلها تحت ظروف شديدة التعقيم. ويعتبر الجمبري الخالي من ميكروب نوعى ذا أهمية تجارية في البلاد أو المناطق الخالية من عائل هذا الميكروب، أو في حالة إعادة التربية عقب حدوث الوباء ثم التعقيم. وعلى العكس يتم تطوير الجمبري المقاوم لميكروب نوعي (SPR) من خلال التزاوج الانتقائي لأفراد تم تعريضها لعدوى هذا الميكروب ولكنها نجحت في المقاومة والبقاء. وبذلك تستطيع هذه الأفراد زيادة الإنتاج في المناطق التي يتوطن فيها هذا الميكروب. ولكن هذا الجمبري غير صالح للاستخدام في المناطق الخالية من ذلك الميكروب، نظرا لأنه قد يكون حاملا للعدوى. ويتم تطبيق نهج الجمبري الخالي من ميكروبات نوعية، والمقاوم لميكروبات نوعية في الوقت الحاضر في تربية الجمبري في بعض البلاد مثل الولايات المتحدة الأمريكية وفنزويلا وبولينيزيا الفرنسية باستخدام أنواع مثل P. vannamei و (Bedier, 1998; P. stylorostris) . وقد أدت هذه النهج إلى إنتاج جمبري يتمتع بصحة جيدة. وعلى الرغم من ذلك، فإن العديد من مخزونات الجمبري الخالية من ميكروبات نوعية أو المقاومة لهذه الميكروبات يكون أداؤها سيئا عندما تتعرض لميكروبات أخرى نظرا لأن تربيتها تحت ظروف معقمة تقلل من تكوين المناعة المكتسبة عندها للميكروبات الأخرى الشائعة والتي غالبا ما تكون أقل أهمية (Browdy, 1998) . وإذا كانت الصفات المناعية والفسيولوجية للسلالات المقاومة للأمراض صفات مورثة فإن ذلك قد يؤدي إلى تطور هائل في الأداء على مستوى المزرعة. والأبعد من ذلك، أن هناك إمكانية لتطوير هذا التوجه بهدف انتقاء سلالات ذات مناعة "غير نوعية" عالية، أو ذات تحمل عال للاجهاد الفسيولوجي الذي يساعد على انتشار الأمراض (Bedier, 1998) . ونظرا للدور الذي يلعبه الجمبري العملاق من. نوع P. monodon في الإنتاج العالمي من الجمبري، ومدى الخسارة الناجمة عن انتشار الأمراض فيه، فإنه يصبح من الضروري إجراء المزيد من الدراسات لتطوير خطوط من الأمهات ذات مقاومة نوعية وغير نوعية، خاصة في هذا النوع من الجمبري.
وتعتبر الأمراض المنقولة أهم المشاكل التي تواجه تربية الجمبري في الوقت الحاضر، كما أنها تشكل تهديدا للقطاعات الأخرى من تربية الأحياء المائية. كما يتزايد القلق من تبعات ظهور الأمراض الجديدة فى الاستزراع المائي. ومازالت الطرق التقليدية في معالجة هذه الأمراض، مثل العلاج الكيميائي، غير فعالة فى علاج العديد من الميكروبات الجديدة (خاصة الفيروسات). ولذلك تستأثر التقنية الجزيئية بعناية خاصة في فحص وتعريف هذه الميكروبات. كما تعطى هذه التقنيات نظرة فاحصة على هذه الميكروبات (من حيث تطور المرض)، وإمكانية عالية في التحكم في المرض وبرامج الوقاية والعلاج (مثل لقاحات الحامض النووي DNA ) . وتعتبر زيادة الحساسية والخصوصية الناتجة عن القياسات المبنية على الأحماض النووية DNA أو RNA خطوة مهمة في سبيل الكشف المبكر عن الأمراض وتحديد الناقر دون- الإكلينيكي للعدوى. وقد كان لذلك تأثير مباشر فى زيادة إجراءات الوقاية والعلاج لأمراض المزارع المائية. وفى نفس الوقت، قلت الحاجة لاستخدام الوسائل العلاجية التقليدية مثل المضادات الحيوية او التعقيم أو العزل. وقد أثبتت هذه التقنية نجاحا كبيرا، خاصة عند انتقاء أمهات التزاوج في الجمبري، وكسر دائرة العدوى التي تسببت طيلة سنوات عديدة في انتقال الأمراض الفيروسية من الآباء إلى الذرية. وقد تم تطوير الاختبارات الجزيئية المتاحة تجاريا لاستخدامها في حالة فيروس IHHNV فيروس type-A baculovirus في مزارع الجمبري (Durand et al., 1996) ، بينما لم تزل عمليات التطوير جارية على الفيروسات الأخرى مثل البقع البيضاء، SEMBV, MBV, YHV, HPV, TSV . وكما لوحظ، فإن اختبارات الأحماض النووية شديدة الحساسية بحيث يمكنها الكشف عن العدوى الميكروبية في بدايتها وقبل أن تستفحل وتؤدي إلى ظهور الأعراض المرضية. وبالإضافة إلى ذلك، يمكن تصميم هذه الاختبارات لتكون نوعية جدا مما يساعد على التعرف على الميكروبات بشكل أكثر دقة من استخدام التقنيات غير الجزيئية (Walker and Subasinghe, 1999) . وسوف يساعد ذلك في التمييز بين مسببات العدوى، والذي سوف يساعد بدوره في تركيز التدخلات العلاجية، وإقلال تكاليف المقاومة. كما أن زيادة الكفاءة في الاكتشاف المبكر للميكروب سوف تقلل من الاعتماد على المضادات الحيوية لمقاومة المرض فى ظل ظروف التربية.
وتتوفر تقنية زراعة الأنسجة مختبريا In vitro في الوقت الحاضر في العديد من أنواع الأسماك، بهدف اكتشاف وعزل الفيروسات المرضية والبكتيريا الداخلية (FAO and NACA, 2000; OIE, 2000; Groff and la Patra, 2000; Chi et al., 1999) ولكن هذه التقنية مازالت في حاجة إلى متابعة وصيانة متخصصة وضمان للجودة وذلك لضمان الاستخدام الأمثل على صحة الأسماك (Lorenzen et al., 1999; Ariel and Olesen, 2001). ولا توجد في الوقت الحاضر خطوط خلوية ذاتية الانقسام في اللافقريات المائية. وقد أجريت أبحاث عديدة لتطوير زراعة الخلايا والحفاظ عليها في القشريات، ولكن نجاح هذه الأبحاث كان محدودا (Shimizu et al., 2001; Wang et al., 2000; Walton and Smith, 1999; Ghosh et al., 1995 Toullec, 1995) كما نجح العديد من العلماء في تطوير مزارع خلوية أولية، ولكن فشل معظمهم في استمرار زراعتها أو الإبقاء عليها (Le Groumellec et al., 1995) . وقد حدث نفس الشيء بالنسبة لزراعة الخلايا في الرخويات (Buchanan et al., 1999, 2001; Cheng et al., 2001; LaPeyre and Li, 2000). ومازالت الحاجة ملحة لإجراء مزيد من الأبحاث من أجل تطوير زراعة الخلايا في القشريات والرخويات بهدف منح فرص متساوية لدراسة مسببات العدوى الداخلية في هذه الحيوانات مع تلك المتوفرة للعديد من ميكروبات الأسماك.
وقد تسببت حركة الحيوانات المائية عبر الحدود في بعض الأحيان إلى انتشار أمراض هذه الحيوانات المائية. ولذلك يتطلب الأمر فحوصا فنية ومعايير دقيقة للتأكد من أن حركة الحيوانات المائية الحية لا تؤدي إلى انتشار ميكروباتها فى البيئات الجديدة. وسوف يصبح اختبار الحمض النووي DNA أداة جيدة لتحقيق هذا الهدف، بمجرد التأكد من صلاحيته حقليا وتيسير استخدامه من قبل غير المتخصصين (FAO, 2000) . فعلى سبيل المثال، عند تطوير اختبارات مناسبة للحمض النووي DNA لميكروبات نوعية في الجمبري، يمكن إعطاء شهادة بأن هذا الجمبري خال من هذه الميكروبات النوعية، وسوف يؤدي ذلك إلى ازدياد الثقة في تربية الجمبري وتسهيل وصوله للأسواق العالمية.
وإضافة إلى الفحوص الميكروبية، يمكن استخدام التقنيات الحيوية للتأكد من بعض الأمور الصحية الأخرى، ويشمل ذلك الصفائح الدموية، وتمييز كرات الدم البيضاء، وإنتاج الجوامح المؤكسدة للكرات المتعادلة، نشاط الميلوبيروكسيديز، ووظائف الكرات الملتهمة. ويمكن تطبيق هذه التقنيات لتحليل البروتين الكمي، والجلوبيولين المناعي، والليزوزيم، والكورتيزول والسيريوبلازمين فى البلازما. كما يمكن الآن استخدام طرق مثل اختبارات التجلط لدراسة تكوين الأجسام المضادة بعد الجرعة المناعية، وذلك بالإضافة إلى الاختبارات المناعية مثل الاختبار الضوئي المجهري للأجسام المضادة (Fluorescent antibody test; FAT) واختبار الادمصاص المناعي الإنزيمي Ensymelinked -immunosorbent assay (ELISA) Mishra; Austin, 1996; Noel et al., 1996; Bachere et al., 1995; pernas et al., 2000; Romalde, 1999; Crawford et al., 1999; 1998k Nadala and Loh, 2000; Munoz et al 2000 (Meloni and Scapigliati, 2000, Shelby et al.,2001 . كما يمكن الآن فحص عينات من كرات الدم البيضاء Leukocyte من دم الأسماك أو من الأعضاء المنشئة للخلايا الدموية عن طريق الاختبار الصفائحي الدموي أو العلامات المميزة بالإنزيم (ELISPOT) وذلك لتقدير مستوى الأجسام المضادة. ويمكن استخدام هذا الفحص (ELISPOT) أيضا لتقدير عدد الخلايا المفرزة للجلوبيولين المناعى أو للأجسام المضادة اللانوعية بدقة (Anderson, 1995) ، بالإضافة إلى استخدامه في التشخيص المناعي، كما أنه يستخدم في التشخيص المناعي.
وقد أصبحت الحاجة ملحة الآن لوضع معايير لتقييم الوضع الصحي النوعي للعديد من الأنواع المستزرعة. ويحدث بالفعل بعض التقدم في هذا الصدد في بعض أنواع الأسماك، في حين لم تزل المعلومات عن الحالة الصحية (والإجهاد) في الجمبري والرخويات محدودة وغير مطورة. وبالتالي يمكن استخدام التقنيات المذكورة لتطوير اختبارات بسيطة وسريعة للتنبؤ بالحالة الصحية للكائنات المستزرعة، يمكن تطبيقها في الظروف الميدانية بواسطة التقنيين والبيطريين والمزارعين أنفسهم. ونظرا لتوافر المعلومات التطبيقية حول المؤشرات الفسيولوجية للحيوانات المائية (خاصة الرخويات) كدليل على الجودة البيئية (Handy and Depledge, 1999)، فيمكن لهذه الفحوصات إعطاء تحذيرات مبكرة هامة عن حالات الإجهاد في المفرخات المائية، والتي غالبا ما تكون الخسائر فيها عالية (Weirich and Reigh, 2001).
ويعتبر استخدام آلية الدفاع النوعي وغير النوعي للعائل في محاولة للتحكم في أمراض الحيوانات المائية ذا قدرة هائلة في الحد من آثار وخسائر الأمراض في المزارع المائية. وتضاف حاليا المركبات المحفزة للمناعة والمناعة غير النوعية مع الغذاء وذلك للإسراع في وقاية الحيوان. ولكن استخدام هذه الوسائل ما زال محدودا خاصة في الجمبري، على الرغم من أن العديد من المحفزات الحيوية التجارية المتوفرة في الأسواق تعكس الرغبة في استخدام هذه التقنيات كطريقة بديلة، بهدف زيادة معدلات الإعاشة ومقاومة الأمراض. كما أن نتائج الدراسات التي أجريت على هذه المركبات التجارية كانت متفاوتة إلى حد بعيد. ولذلك يجب إجراء المزيد من الدراسات لمعرفة طريقة عمل هذه المركبات بدقة وكذلك تقدير جدواها الاقتصادية (Flegel, 1996; Subasinghe et al., 1998).
وعادة ما تستخدم المحفزات الحيوية في صورة ميكروبات حية مكملة تضاف للغذاء، وتؤثر على الحيوان عن طريق تحسين التوازن الميكروبي في الأمعاء بحيث يزيد تواجد الميكروبات غير السامة فيها. ويساعد التوازن الميكروبي في الأمعاء الحيوان على مقاومة الغزو الميكروبي، خاصة القادم عن طريق القناة الهضمية. وحيث إن المضادات الحيوية تقلص أعداد الكائنات الدقيقة النوعية وغير النوعية بالأمعاء، فقد تستطيع المحفزات الحيوية استعادة التوازن الميكروبي مرة أخرى. وتستخدم المحفزات الحيوية بكثرة في تربية الحيوان، ولكن استخدامها في تربية الأحياء المائية مازال في مراحله المبكرة. وعلى الرغم من ذلك، فهناك تقارير متزايدة حول إمكانية استخدامها في تربية الجمبري الذي يتعرض دائما للأوبئة البكتيرية مثل البكتيريا المضيئة Vibrio harveyi . وقد أكدت بعض هذه التقارير أن استخدام المحفزات الحيوية في بعض الحالات قد قلل كثيرا من استخدام المضادات الحيوية في مفرخات الجمبري. كما أن إيقاف تناسل بعض أنواع البكتيريا المرضية (مثل أنواع Vibrio ) في مفرخات الجمبري قد تحقق عن طريق إدخال سلالات بكتيرية غير مرضية أو أنواع من البكتيريا التي تتنافس مع البكتيريا المرضية على العناصر الغذائية. وهذه الطريقة تبدو مبشرة من حيث الكفاءة والجدوى الاقتصادية. ولكن تحديد الجرعات والتركيزات اللازمة لإيقاف انتشار الميكروب يحتاج لمزيد من التقييم. كما أن الاستخدام الفعال والآمن للمحفزات الحيوية يحتاج لمزيد من الدراسات حول السلالات المثلى والتقييم الدقيق لها في ظل الظروف الميدانية، وذلك للوقوف على جدواها الاقتصادية.
وبالإضافة إلى إنتاج الكائنات المائية المستزرعة للاستهلاك الآدمي، فإن لتربية الأحياء المائية هدفا آخر مهما هو المساعدة في رفع مستوى معيشة الإنسان. وغالبا ما تكون الحيوانات المائية متأقلمة مع الظروف البيئية القاسية، وبالتالي يمكن أن تكون نماذج فريدة للبحوث البيولوجية والفسيولوجية. كما أن الدراسات التطورية والجزيئية والخلوية للكائنات المائية يمكن أن تساعد في فهم آلية الأمراض وكيفية إصابة الإنسان بالميكروبات (Wright et al., 2000).
يعتبر استخدام مسحوق السمك والمصادر الأخرى للبروتين الحيواني في صناعة الأعلاف السمكية من أهم الموضوعات المثيرة للجدل بشأن تربية الأحياء المائية في الوقت الراهن (Naylor et al., 2000; Forster and Hardy, 2001 ). وعلى الرغم من استخدام مسحوق السمك بسبب محتواه العالي من البروتين الجيد، فإن له مساوئ عديدة من بينها ارتفاع سعره وعدم توفره بشكل منتظم. كما أن الإنتاج من المصايد الطبيعية في تناقص، في الوقت الذي يتزايد فيه القلق على البيئة (زيادة تركيز المادة العضوية Eutrophication ، التلوث المصاحب لزيادة المخلفات الغذائية)، والاعتبارات الأخلاقية بشأن استخدام الأسماك كغذاء للأسماك غير اللاحمة، والشواغل الاجتماعية بشأن استخدام مصادر البروتين المائى كغذاء للأسماك في الوقت الذي يمكن استخدامها في التغذية الآدمية (خاصة في المناطق ذات العجز الغذائي من العالم). وعلى الرغم من أن معظم مسحوق السمك يستخدم في تغذية الحيوانات الأرضية، وأن تربية السلمون، والدنيس والقاروص والجمبري (الروبيان) تعتمد على التغذية بأنواع لا تستخدم عادة للاستهلاك الآدمي، فإن قلق المستهلكين قد أعطى دافعا قويا للبحث عن بدائل لمسحوق السمك من مصادر نباتية أكثر استدامة. وتمنح التقنية الحيوية فرصا جيدة لتطوير بدائل مسحوق السمك، خاصة مصادر البروتين النباتي وذلك من خلال تحسين وسائل الإنتاج والمعالجة. كما تؤدى التقنيات الأخرى إلى زيادة فعالية عمليات نقل الأعلاف.
وللبروتين النباتي طاقات كبيرة لمواجهة مشكلة التلوث بالفوسفور، حيث لا تحتوي النباتات على نسب عالية من الفوسفور مقارنة بما تحتويه مصادر البروتين الحيواني. كما أن استخدام البروتين النباتي في تغذية المزارع المائية يساعد في تخفيف الضغط على المخزونات السمكية الطبيعية. وتركز الأبحاث في هذا الصدد على دراسة العديد من النباتات أو خليط المصادر النباتية والحيوانية، كمصادر جديدة للبروتين في أعلاف الجمبري (Mendoza, et al., 2001) و الرخويات 2000) ، (Shipton and Britz والأسماك 2001) ، (Ogunji and Wirth . بالإضافة إلى ذلك، فإن الدراسات تجري على استخدام خميرة البيرة كمصدر بروتينى للأسماك (Oliva-Teles and Goncalves, 2001) وأيضا على استخدام الزيوت النباتية كبدائل للزيوت السمكية (Ng et al., 2000) . ومن الصعوبات التي تواجه استخدام البروتينات النباتية في أعلاف تربية الأحياء المائية هو الحاجة للمعالجة المناسبة لها بغرض التخلص من المضادات الغذائية الموجودة بها، حيث أن هذه المركبات قد تضر الأسماك عندما تتغذى على هذه المصادر النباتية. وما زال العلماء يبحثون عن إمكانيات التعامل مع هذه المركبات الضارة عن طريق إنتاج إنزيمات مضادة لها. ويعتبر أنزيم الفيتاز مثالا على ذلك، حيث يساعد هذا الإنزيم الأسماك على الاستخدام الأمثل لعنصر الفوسفور المتاح في مصادر البروتين النباتي (Papatryphon and Soares, 2001; Vielma et al., 2000; Van Weerd et al., 1999; Papatryphon et al., 1999; Storebakken et al., 1998).
ويعتبر توافر اليرقات الجيدة أحد أهم العوامل التي تؤثر في نجاح الإنتاج التجاري للاسماك والقشريات (Sorgeloos, 1995) . وعلى الرغم من أن المتطلبات الغذائية لمعظم الأسماك والقشريات أصبحت معروفة، فإن المفرخات التجارية الكبيرة لمعظم الأنواع المائية مازالت تعتمد على الغذاء الحي، ثل أنواع معينة من الطحالب وحيدة الخلية والروتيفر Brachionus والأرتيميا. ويستخدم فى الوقت الحاضر أكئر من 15 نوعا من الدياتومات والطحالب الخضراء لبدء التغذية في المفرخات السمكية لإنتاج يرقات الأسماك والجمبري. وقد تم انتقاء هذه الأنواع عن طريق المحاولة والخطأ، وليس على أسس غذائية علمية. ومازال إنتاج الغذاء الحي في معظم البلدان النامية يعتمد على العمالة المكثفة. وهذا يزيد من ت كاليف الإنتاج ويسبب العديد من المشاكل التي تؤدي إلى عدم ثبات هذا الإنتاج، وتشمل هذه المشاكل الجودة الغذائية المثلى وكيفية الوقاية من التلوث الميكروبي. وقد خلقت هذه المشاكل مجالا جديدا من البحوث في مجال التقنية الحيوية بهدف إيجاد مواد تضاف للغذاء الحي تكون اقتصادية وفعالة، مثل إنتاج الطحالب الجافة وحبيبات الأعلاف المغلفة، والخمائر المعالجة. وقد كانت النتائج مشجعة .(Garcia-Ortega et al., 2001; Oliva-Teles and Goncalves, 2001) ولكن هذا المجال يحتاج لمزيد من البحث والدراسة بهدف الإقلال من الاعتماد على الطحالب المجهرية في إنتاج يرقات الأسماك والجمبري في المفرخات.
وتعتبر يرقات الأرتيميا أكثر أنواع الغذاء الحي استخدامة في إنتاج الجمبري Sorgeloos &) .(Leger, 1992 وقد حدث تقدم هائل في سبل تحسين جودة الأرتيميا وذلك عن طريق انتقاء السلالات والمجموعات، وزيادة كفاءة تطهير وإزالة القشرة (Garcia-Ortega et al., 2001) ، تفقيس اليرقات، والتدعيم بالمواد الغذائية والتخزين بالتبريد (Sorgeloos, 1995) . وقد أدى تحسين جودة الأرتيميا عن طريق التدعيم خاصة بالأحماض الدهنية غير المشبعة طويلة الرابطة (HUFA) والفيتامينات إلى تحسين تربية اليرقات من حيث الجودة والإعاشة ومقاومة الأجهاد Merchie et) (al., 1995 . كما يستخدم التدعيم أيضا لإمداد الفاكسينات والفيتامينات والعلاجات الكيمائية عن طريق الحبيبات المغلفة (Lavens et al., 1995; Robles et al., 1998) ، خاصة خلال المراحل اليرقية للأسماك (Majack et al., 2000; Touraki et al., 1996, 1999) ، والجمبري (Uma et al., 1999) . ويجب أن تركز الأولويات البيئية على استخدام الغذاء الحي المدعم كوسيلة للإمداد بالمركبات التي تزيد من معدل الإعاشة والحالة الصحية للمراحل اليرقية للحيوانات المائية المستزرعة.
وسوف تعتمد التنمية المستقبلية لتربية الأحياء المائية بشكل أساسي على مدى مقدرة المزارعين والمصنعين على إنتاج منتج مقبول لدى المستهلك. ولذلك لابد من مراعاة ازدياد طلب المستهلك على منتج جيد وآمن ومضمون. وللتقنية الحيوية دور مبشر في هذا المجال، من خلال تقييم وتحسين سلامة المنتج، ودرجة الطزاجة، واللون، والطعم، والملمس، والنكهة، والمواصفات الغذائية، وفترة الصلاحية للمنتجات الغذائية المستزرعة. ويجري حاليا تطوير الوسائل اللازمة للكشف عن المواد السامة والملوثات والمخلفات في المنتجات المائية، كما أن بعض هذه الوسائل متوفر تجاريا في الوقت الحاضر (Jellet el al., 1999; Quilliam, 1999; Marr et al., 1992, 1994; Pleasance et al., 1992).
كما يمكن استخدام أدوات التقنية الحيوية لتحديد وتوصيف المكونات الوراثية (الجرموبلازم) في الأنواع المائية الهامة، بما فيها الأنواع المهددة بالانقراض. ولذلك يمكن الآن تحليل وتوصيف التركيب الوراثي للأحياء المائية، ومعرفة المواقع المسؤولة عن الصفة الوراثية trait loci وتحديد الشفرات الوراثية للصفات الظاهرية ذات الأهمية في التربية (مثل سرعة النمو ومقاومة الأمراض وتحمل البرودة). كما تساعد دراسة التقنية الحيوية في زيادة فهم التنظيم الجينى والتعبير الجينى وتحديد الجنس وتعريف الأنواع والمخزونات والتجمعات Alcivar-Warren, 2001; Agresti et al., 2000; Davis and) Hetzel, 2000; Ward et al., 2000; Moore et al., 1999; Sakamoto et al., 1999 Liu et al., 1999; Cross et al., 1998; Poompuang and Hallerman, 1997) ويمكن تحقيق ذلك عن طريق تقنيات الانتقاء الجينى بمساعدة الترقيم ونقل الجينات وتحسين وسائل حفظ الأمشاج والأجنة.
ويحتاج التقدم في هذه الساحة إلى تقنيات معقدة في البيولوجيا الجزيئية يتم تطويعها على الكائنات المائية بهدف زيادة فهم العمليات الحيوية بها. فعلى سبيل المثال، لقد تم تطوير نهج نقل الجينات إلى بيض العديد من الكائنات الأرضية والعديد من أنواع المياه العذبة، ولكن هذه التقنية لم تطبق على معظم الأنواع البحرية. وتبدو الحاجة ملحة لهذه التقنية من أجل تحليل أنظمة الترتيب الجيني والتعبير الجيني. كما تبرز الحاجة أيضا إلى تطوير طرق لزراعة أنسجة الكائنات البحرية. وسوف تمنح خطوط الخلايا المستزرعة الفرصة لدراسة نقل الجينات ودراسات التعبير الجينى، كما ستزيد من استخدام الأنواع البحرية في الأبحاث الطبية الحيوية.
ويعتبر العلاج الحيوي نهجا واعدا آخر من نهج التقنية الحيوية، لتحليل المخلفات الضارة بالبيئة حتى تصل للمستويات الآمنة بيئيا وذلك عن طريق استخدام كائنات مائية دقيقة، أو عن طريق الترشيح بواسطة كائنات عديدة الخلايا (Srinivasa Rao and Sudha, 1996) وعلى الرغم من استخدام هذا الإجراء في مواقف عديدة، مثل معالجة الصرف الصحي، فإن تطبيقه في معالجة مخلفات الجمبري والمزارع المائية الأخرى أمر جديد. ويتم تسويق العديد من مركبات العلاج الحيوي تجاريا، خاصة المستحضرات البكتيرية، إلا أنه لم يتم قياس طريقة عمل وكفاءة معظم هذه المركبات بشكل علمي. وبالإضافة إلى استخدام الميكروبات، فقد تم اختبار المحاريات والأعشاب البحرية وخيار البحر... الخ، لتقييم قدرتها على تحليل المواد العضوية وتقليل الحمل العضوي، وتقليل العناصر الغذائية الزائدة الناتجة خلال عمليات التربية والإنتاج. وقد تم تطوير العديد من مستحضرات العلاج الحيوي بهدف التخلص من المركبات الآزوتية والمخلفات العضوية الأخرى من الماء ومن رواسب القاع، وذلك من أجل إقلال الإجهاد الفسيولوجي الناتج عن هذه المركبات الكيميائية، كما في حالة الجمبري المستزرع في الأحواض. وسوف يؤدي استمرار البحث في هذا المجال إلى ظهور مركبات جديدة. ولكن يتطلب ذلك دراسات ميدانية لمعرفة الجدوى الاقتصادية والكفاءة لهذه المركبات في ظروف التربية الحقلية.
ويجري تطوير وسائل وطرق التغذية جنبا إلى جنب مع تطوير العلاج الحيوي. وقد شهدت تربية الأحياء المائية في السنوات الأخيرة دراسات عديدة على زيادة كفاءة التغذية. فمثلا، تستخدم في الوقت الحاضر دوائر تليفزيونية مغلقة تحت الماء لتسجيل الوقت الذي تتوقف عنده الأسماك عن الطعام وتصل للشبع، وبذلك يمكن التوقف عن إطعامها. كما تستخدم هذه الدوائر لمراقبة تراكم المخلفات تحت الأقفاص. وقد بدأت بعض الهيئات البحثية مثل المعهد الفرنسي لاستغلال البحر (افريمر IFREMER1 ) حديثا في دراسة استخدام "التغذية عند الطلب "، حيث يتم تدريب الأسماك على الحصول على الطعام عند الطلب عن طريق دفع وتحريك سلك يتدلى من إناء التغذية إلى الماء. وقد أثبتت هذه الطريقة بعض النجاح، ولذلك قد تستخدم في تغذية العديد من أنواع الأسماك المستزرعة. وقد أوضحت تقارير إفريمر اختلافات يومية وشهرية فى الاحتياجات الغذائية لأسماك القاروص الأوروبي (IFREMER, 2000) . ويؤدى تدريب الأسماك على الحصول على الطعام عند الجوع فقط إلى خفض تكاليف الغذاء، زيادة كفاءة التحول الغذائي، والإقلال من المخلفات والتلوث. ويبحث المعهد الفرنسى لاستغلال البحر كذلك في تطوير مثبتات للبراز للأنواع ذات المخلفات السائلة مثل أسماك القاروص وسمك موسى (التربوت). ويفيد استخدام المركبات التي تثب ت البراز في تحسين جودة الماء في مواقع الأقفاص السمكية البحرية.
يعتبر التوسع في تربية أسماك البلطي في النظام الدائري المغلق أحد نتائج استخدام التقنية في تنمية قطاع تربية الأحياء المائية في الولايات المتحدة الأمريكية. ولكن الإنتاج الأمريكي قليل جدا إذا ما قورن بالاستيراد من دول مثل الصين وكوستاريكا والإكوادور وهندوراس، التي يتميز الإنتاج فيها بقلة التكاليف. وعلى الرغم من عدم ضمان استدامة هذا النظام في الولايات المتحدة الأمريكية على المدى الطويل، فما زالت هناك رغبة في تطبيقه على أنواع أخرى مثل الكارب والقاروص والبرش التي يمكنها الاستفادة من درجات الحرارة المنخفضة.
لقد تركزت التطورات التكنولوجية الحديثة في تربية أسماك السلمون على تصميم الأقفاص البحرية. ففي الماضي كانت تستخدم دعامات مستطيلة من الصلب كإطارات للأقفاص تحيط بها ممرات تستخدم كأرصفة للعمل. وباستثناء تربية بعض الأنواع البحرية في الأحواض في آسيا، فقد كان هذا النظام في تصميم الأقفاص مماثالا للأقفاص المستخدمة في تربية معظم الأسماك البحرية الأخرى مثل الوقار (الهامور) الآسيوي والنهاش (الحمرة) والدنيس والقاروص الأوروبى. ولكن حدث تحول في تربية السلمون فى السنوات الأخيرة تجاه استخدام الأقفاص الدائرية ذات الدعامات البلاستيكية والتي لا تحتوى على ممرات جانبية. وتعتمد هذه الأقفاص على القوارب فى الصيانة والمتابعة. كما تتم التغذية من خلال ماكينات مثبتة بالأقفاص تصل طاقتها لأكثر من 100 طن من العلف، وذلك بدلا من التغذية اليدوية أو التغذية عن طريق الدفع الميكانيكي أو الهوائي. وهذا النظام يقلل من زيارة المسئولين للأقفاص، مما يقلل بدوره من تكاليف الإنتاج. ونظرا لتدني أسعار السلمون، فإن تبني هذه التقنية مع دمج الشركات سوف يؤدى إلى خفض التكاليف الإنتاجية والحفاظ على هامش الربح. ولم تستخدم الأقفاص الدائرية ذات الدعامات البلاستيكية التي تعتمد على القوارب في الرعاية والمتابعة حتى الآن في تربية الدنيس والقاروص في أوروبا. ولكن ربما يتم تبنى وتطوير هذا التوجه في السنوات القادمة.
ولضمان استمرار وانتشار تربية الأسماك البحرية في الأقفاص، يجب اختيار مواقع بعيدة عن الشاطئ (في البحر المفتوح) بدلا من المواقع الشاطئية التقليدية. فأسماك السلمون كانت تربى دائما فى مياه شاطئية محمية، مما كان يؤدى إلى مشاكل إنتاجية وبيئية وجمالية عديدة. أما في المواقع البعيدة عن الشاطئ، فإن الحجم الك ب ير للماء والتبادل السريع للكتل المائية يساعدان في تخفيف وإزالة مخلفات الأقفاص. كما أن ملوحة الماء في هذه المواقع البعيدة تكون ثابتة. وقد استخدمت في السنوات الأخيرة أقفاص تجارية صممت خصيصا للمواقع البعيدة عن الشاطئ مثل القفص المستطيل المسمى سارية المحيط (Ocean Sparr) والقفص ثنائي المخروط المسمى SeaStaion TMSea Cage . وقد قام معهد المحيطات فى هاواي بالولايات المتحدة الأمريكية بتطوير قفص ثنائي المخروط مشابه للقفص (Ocean Sparr) ، وقد سمي هذا القفص "المحطة البحرية .(Sea Station 3000TM (Oceanic Institute 2001””3000).
وتتعلق الأقفاص ثنائية المخروط على دعامات مركزية رأسية طافية، ويمكن أن تظل مغمورة طوال الوقت، وتتم التغذية بها من خلو أنابيب تمتد حتى السطح. ويتم الوصول للأقفاص عن طريق أبواب منزلقة تحت الماء، كما يتم التنظيف بواسطة الغطاسين. وفي حالة العواصف الشديدة يتم إنزال القفص إلى ما تحت مستوى الأمواج ذات الطاقة العالية. وقد استخدم معهد المحيطات في هاواى قفصا من هذا النوع يبلغ قطره 24 مترا وارتفاعه 15 مترا لتربية أصبعيات الأسماك خيطية الزعنفة "الموى" (Polydactylus sexfilis) . وقد تم إنزال القفص إلى عمق 10 أمتار تحت سط ح الماء، على بعد 3 كم من الشاطئ في ماء يصل عمقه إلى 30 مترا. وقد ارتفع متوسط وزن الأسماك من 3 جم إلى 400 جم خلال 5-4 شهور. كما تبنت الولايات المتحدة الأمريكية خطة قومية حديثة لتنمية تربية الأحياء المائية ترتكز على ركيزتين أساسيتين، إحداهما التربية في مياه البحر المفتوح، والأخرى هي التربية في النظام المغلق مع إجراء البحوث على تقنيات تدوير الماء في مزارع المياه الداخلية (NOAA, 2001).
وقد ساهمت تقنيات صناعة البترول في تقديم بعض الدراسات الأساسية لتصميم الأقفاص السمكية في المياه العميقة. ويتم ث ل ذلك فى الرغبة في تحويل أرصفة التنقيب عن البترول غير المستخدمة إلى مزارع سمكية في الماء المفتوح، وذلك بسبب التكاليف العالية لفك ونقل آلات الحفر ومنصات التنقيب والضخ بعد انتهاء الخدمة. ولكن مشاكل وتكاليف هذا التحويل تعتبر عائقا رئيسيا في الوقت الحاضر (Bugrov et al., 1994; Osborn and Culberston, 1998).
وقد شهدت تربية الأحياء المائية فى النظام الدائر ي المغلق هي الأخرى تطورات حديثة، حيث أظهرت هذه الأنظمة قدرة هائلة على الإقلال من استخدام مسحوق السمك مقارنة مع التربية في المزارع المفتوحة. وعلى الرغم من أن تجارب تربية الجمبري بدون تغيير للماء قد بدأت في السبعينات في تاهيتي، وفى الثمانينات في هاواي وكارولينا الجنوبية بالولايات المتحدة الأمريكية، فإنه لم يتم تطبيق هذه المشروعات بشكل تجارى حتى الآن. وفي عام 1998 بدأ في بليز مشروع تجاري لتربية الجمبري- كان يهدف في البداية إلى عزل المزرعة عن مسببات الأمراض ولكنه استخدم التقنية في جعل المواد العالقة بالحوض في حالة حركة وتهوية مستمرة. وهذه العملية ضرورية لتوفير بيئة صحية للتربية من خلال نترتة المخلفات الناتجة بواسطة البكتيريا الموجودة بالحوض. وما دامت التهوية مستمرة، تظل ظروف الحوض ملائمة لنمو الجمبري، كما أن تجمعات البكتيريا والمواد العضوية يمكن أن تستخدم مباشرة في غذاء هذا الجمبري. وهذا يمكن أن يؤدى إلى خفض نسبة البروتين ومسحوق السمك في العلف. ويمكن تنفيذ مثل هذه الأنظمة المغلقة داخل المباني، وتوجد مشروعات عديدة في آسيا والأمريكتين في الوقت الحاضر لدراسة تطوير هذه التقنية.
ولكن المتطلبات العالية من الأكسجين الذائب للعديد من الأسماك المستزرعة يزيد من صعوبة استخدام هذه الأنظمة لخفض متطلبات هذه الأسماك من البروتين الغذائي. ولكن إنتاج أسماك القراميط في أحواض مغلقة يعتبر مثالا على إمكانية هذه الأنظمة المغلقة في رفع كفاءة استخدام الغذاء وخفض الحاجة إلى مصادر بروتين خارجية (Boyd and Tucker, 1995; Tucker et al., 1996).
يرجع تاريخ المرابي البحرية، التى هي عبارة عن إنتاج يوافع الحيوانات المائية في المفرخات ثم إلقاؤها فى البحر لتستكمل نموها، إلى أكئر من 100 عام. وقد أدت هذه الممارسات إلى بعض النجاح، مثلما حدث مع سمكة الفلوندر اليابانى (سمك موسى) (Paralichthys olivaceus)، كما أدت إلى بعض الفشل نتيجة لعدم فهم العوامل المؤثرة على إمداد وفقد الصغار من المصايد (Howell et al.,1999) . ونتيجة لزيادة فهم العوامل الت ي تؤثر في نجاح برامج المرابي البحرية، فقد شاع الاهتمام بهذه التقنية في مناطق جديدة، كما استهدفت أنواعا جديدة. وقد قامت دول مثل النرويج والولايات المتحدة الأمريكية واستراليا والصين ببرامج لتعزيز مخزونات العديد من الأنواع. ولتعزيز فعالية تبادل المعلومات في هذا الصدد، فقد عقد المؤتمر الأول عن "تعزيز المخزونات والمرابي البحرية" First International Symposium on Stock Enhancement and Sea Ranching في النرويج في عام (Howell et al., 1999) 1997 ، وسوف يعقد المؤتمر الثاني في كوبى Kobe في اليابان في يناير عام 2002 . ويمكن اعتبار المرابي البحرية أحد التوجهات الهامة لزيادة الإنتاج، بشرط توافر البيئة المناسبة وتنظيم عمليات الصيد (Welcomme and Bartley, 1998).
يعتبر احتجاز أسماك التونة زرقاء الزعنفة (Thunnus thunnus) في البحر لفترة مؤقتة، بهدف تحسين جودتها أحد الأمور المثيرة التي برزت في السنوات الأخيرة. وقد بدأ استخدام هذا النشاط في البداية على أسماك التونة الجنوبية زرقاء الزعنفة Thunnus maccoyii في أستراليا، لمواجهة تناقص إنتاجها من المصايد الطبيعية في جنوب استراليا. فقد وصل إنتاج أستراليا من هذه الأسماك المهاجرة إلى ذروته ( 21.500 طن) في عام 1982 ، ثم تناقص بعد ذلك ليصل إلى 5.265 طنا فقط في عام 1989 . كما أن جودة هذه الأسماك كانت سيئة مما أدى إلى توقف تصديرها. ولذلك بدأت شركات الصيد وتربية الأسماك في احتجاز أسماك التونة التي تتراوح أعمارها بين سنتين وأربع سنوات في أقفاص بحرية لمدة 5-3 شهور، مما أدى إلى تحسين جودة لحوم هذه الأسماك، وبدء إعادة بيعها مرة أخرى لأسواق السوشي اليابانية بأسعار تبلغ حوالي 18 دولارا للكيلوغرام أو حوالي 620 دولارا للسمكة الواحدة. ومع حلول عام 1997 أصبح " تسمين " أسماك التونة أعلى قطاعات تربية الأحياء المائية قيمة في استراليا (Brown et al., 1997).
وقد تبنى الصيادون فى دول حوض البحر المتوسط (مالطا، كرواتيا، تركيا) تقنيات مماثلة خلال السنوات القليلة الماضية، بحيث يتم احتجاز تونة الأطلنطى زرقاء الزعنفة التي يتم صيدها أثناء الموسم المحدود للصيد (مايو- يوليو). فخلال هذه الفترة تكون هذه الأسماك مهاجرة للتزاوج، وبالتالي تكون لحومها سيئة الجودة وأسعارها متدنية. وبالتالي يتم احتجازها في أقفاص عائمة حتى شهر نوفمبر/تشرين الثاني أو ديسمبر/ كانون الأولى، ويتم تغذيتها على أسماك الماكريل والرنجة خلال هذه المدة. ومع نهاية فترة الاحتجاز تكون حالة الأسماك قد تحسنت وتصبح صالحة للتصدير لأسواق اليابان. والأقفاص المستخدمة لاحتجاز ونقل هذه الأسماك هي أقفاص كبيرة يصل محيطها لأكثر من 100 متر، وقد يستغرق سحب هذه الأقفاص من مواقع الصيد إلى مواقع الاحتجاز، لمسافة تزيد على 300 كم، أكثر من أسبوع.
وقد أحدث صيد التونة زرقاء الزعنفة من المخزونات المتناقصة، وربما المهددة، في المحيط الأطلنطى بعض الجدل. ولذلك توجد رغبة في تطوير هذه التقنية لتصبح تربية حقيقية وليس احتجازا، بحيث يقل الاعتماد على المخزونات الطبيعية. كما يثار بعض الجدل حول كميات الأسماك اللازمة لإطعام أسماك التونة أثناء مرحلة "التسمين "، خاصة وأن هذه الأسماك تستخدم أيضا للاستهلاك الآدمي في استراليا وحوض البحر المتوسط (تمت مناقشة ذلك سابقا تحت عنوان " تكنولوجيا الأعلاف "). ويمثل ذلك تحديا كبيرا لأسماك التونة اللاحمة المهاجرة التي تتغذى على هذه الأسماك.
تؤدي التقنية الحيوية والتقنيات الأخرى في مجال تربية الأحياء المائية إلى آثار إيجابية في نجاح التنوع في تربية الأحياء المائية، إمكانية الاستثمار، وتبادل التقنيات العالمية. ويجب أن يؤدي تطوير التقنية الحيوية في مجال تربية الأحياء المائية إلى إنتاج حيوانات سليمة وسريعة النمو باستخدام وسائل مواتية بيئيا. وسوف تعتمد هذه التنمية بشكل أساسي على إرادة المنتجين ومدى رغبتهم في أن يعملوا يدا بيد مع العلماء والهيئات الدولية المانحة، بهدف معاونة البلدان النامية في الأبحاث ذات الصلة وبناء القدرة، وتطوير البنية التحتية المرتبطة بعملية التنمية. وسوف يؤدي تحسين تبادل المعلومات، والحوار بين العلماء والباحثين والمنتجين من مناطق مختلفة فيما يتعلق بالقضايا والإنجازات، إلى مزيد من التطور في هذا القطاع، بهدف زيادة الإنتاج العالمي المستدام من الحيوانات المائية.
Alcivar-Warren, A. 2001. ShrimpMap: A genetic approach to understand immune response and disease resistance in shrimp. p. 11. In Aquaculture 2001: Book of Aquaculture Society, Baton Rouge, LA (abstract only) Abstracts, World. Agresti, J.J., S.Seki, A.Cnaani, S. Poompuang, E.M. Hallerman, N.Umiel,G.Hulata,G.A.E.Gall and B.May.2000. Breeding new strains of tilapia: development of an artificial centre of origin and linkage map based on AFLP and microsatellite loci. Aquacult.185(102):43-56. Anderson, D.P., 1995. Novel techniques in fish disease diagnosis. In. Diseases in Asian Aquaculture II. M. Shariff, J.R. Arthur, and R.P. Subasinghe (eds.) p. 27-42 Fish Health Section of the Asian Fisheries Society, Manila, Philippines. Ariel, E. and N.J. Olesen. 2001. Assessment of a commercial kit co!lection for the diagnosis of the fish viruses:IHNV, IPNV, SVCV and VHSV. Bull. Euro. Assoc. Fish Pathol 21(1):6-11
Austin, B.1998. Biotechnology and diagnosis and control of fish pathogens. Journal of Marine Biotechnology. 6: pp.1-2
Bach re, E., E. Mialhe, D. Noel, V. Boulo, A. Morvan and J. Rodriguez. 1995. Knowledge and research prospects in marine mollusc and crustacean immunology. Aquacult -17:(2-1)132.32
Bedier, E., J.C. Cochard, G. Le Moullac, J. Patrois, and Aquacop. 1998. Selective breeding and pathology in penaeid shrimp culture: the genetic approach to pathogen resistance. World .Aquaculture. 29:2. 46-51 pp
Benetti, D., J. Alarc n, O. Stevens, G. Banner-Stevens, F. Rotman, M. Feeley W Matzie, R.Orbun and B. O'Hanlon. 2001. Marine fish culture prospects in latin American and Caribbear countries: review of candidate species and technological advances. Proc. Sixth Central American Symposium on Aquaculture, Tegucigalpa. Benzie, J.A.H. 1998. Penaeid genetics and biotechnology. Aquaculture 164:23-47. Browdy, C.L. 1998. Recent developments in penaeid broodstock and seed production technologies: improving the outlook for superior captive stocks. Aquaculture 164:3-21
Buchanan, J.T., J.F.La Peyre, R.K Cooper and T.R. Tiersh. 1999. Improved attatchment and spreading in primary cell cultures of the eastern oyster, Crassostrea virgincia. In Vitro Cell. Dev. Biol. Anim.35(10): 593-598
Buchanan, J.T., Y.Li and J.F. LaPeyre.2001. The influence of substrates and culture media formulations on the attachment and spreading of eastern oyster, Crassostrea virginica. In Vitro Cell. Dev.Biol.Anim.35(10):593-598
Bugrov, L.Y., W.B.Murav’ev and O.M.Lapshin.1994. Alternative using of petroleum-gas structures in the Caspian and Black Seas for fish-farming and fishing:real experience and rigs conversion prospects. Bull. Mar.Sci. 55(2-3): 1331-1332. Cheng, T.C., J.F. LaPeyre,J.T.Buchanan, T.R.Tiersch and R.K.Cooper.2001. Cryopreservation of heart cells from the eastern oyster. In Vitro Cell. Dev. Bio.Anim.37(4):237-244
Chi,S.C., W.W.Hu and B.J.Lo.1999. Establishment and characterisation of a continuous cell-line (GF-1) derived from grouper, Epinephelus coicoides (Hamilton) a cell line susceptible to grouper nervous necrosis virus. J.Fish Dis. 22(3): 173-182. Crawford, S.A., I.A. Gardner and R.P Hedrick. 1999. The use of mplecular markers in aquaculture genetics. ICES Theme Session on the use of Genetics in Aquaculture. ICES Copenhagen, Denmark.11pp
Davis, G.P. and D.J.S. Hetzel. 2000. Intergrating molecular genetic technology with traditional approaches for genetic improvement in aquaculture species.Aquacult. Res. 31(1): 3-10
Durand,-S.; Lightner, D.V.; Nunan, L.M.; Redman, R.M.; Mari,-J.; Bonami,-J.-R. 1996. Application of gene probes as diagnostic tools for white spot baculovirus (WSBV) of penaeid shrimp. Diseases of Aquatic Organisms. 27:1. pp. 59-66. FAO. 1997. FAO Fisheries Circular. No. 886, Rev. 1. Rome, FAO. 1997. 163 p. FAO. 2000. DNA-based molecular diagnostic techniques. Walker, P. and R.P. Subasinghe (eds.) Research needs for standardization and validation of the detection of aquatic animal pathogens and diseases. Report and proceedings of the Expert Workshop on DNA-based Molecular Diagnostic Techniques:Bangkok, Thailand, 7-9 February 1999. FAO Fish. Tech. Paper No. 395, 93 pp
FAO and NACA. 2001. Asia Diagnostic Guide to Aquatic Animal Diseases. FAO Fisheries Technical Paper No. 402/2. 237pp
Flegal, T.W., 1996. A turning point for sustainable aquaculture: the white spot virus crisis in Asian shrimp culture. Aquaculture Asia, July-September 1996. pp 29-34. NACA, Bangkok, Thailand
Forster,J. and R. Hardy. 2001. Measuring efficiency in intensive aquaculture. World Aquacult. 32(2): 41-45
Garcia, D.K., A.K. Dhar, and A. Alciva-Warren. 1996. Molecular analysis of PAPD marker (B20) reveals two microsatellite and differential mRNA expression in Penaeus vannemei. Mol. Mar. Biol. Biotech. 5: 71- 83
Garcia-Oretga, A., E.A. Huisman, P. Sorgeloos and J. Verreth. 2001. Evaluation of protein quality in microbound starter diets made with decapsulated cysts in Artemia and fishmeal for fish larvae. J. World Aquacult. Soc. 32(3): 317-329
Ghosh, D., A.K. Dasmahaptra and A.K. Ray. 1995. Primary culture of prawn hepatocytes in serum free media. In Vitro Cell. Dev. Biol. Anim. 31(11): 811-813
Gjedrem, T. 1997. Selective breeding to improve aquaculture production. World Aquaculture 28: 33-45
Gjerde. B. and M. Rye. 1998. Design of breeding programmes in aquaculture species: possibilities and constraints. pp 181 - 192, In D. Bartley and B. Basurco (eds) Genetics and breeding of Mediterranean aquaculture species. Cahiers OPTIONS M diterran ennes Vol 34. Zaragoza, Spain
Groff, J.M. and S.E. La Patra. 2000. Infectious diseases impacting the commerical culture of salmonids. J. Appl. Aquacult. 10(4): 17-90
Handy, R.D. and M.H. Depledge. 1999. Physiological Responses: Their Measurement and Use as Environmental Biomarkers in Ecotoxicology. Ecotoxicology 8(5): 329-349
Howell, B.R., E. Moksness and T. Sv_sand (eds.) 1999. Stock Enhancement and Sea Ranching: Proceedings of the First International Symposium on Stock Enhancement and Sea Ranching, Norway. Fishing News Books, Oxford, 672pp
IFREMER. 2000. Self-service sea bass. Press release, October 2000. http://www.ifremer.fr/anglais/actual/presse/medias.htm#sea bass (updated 04-10-01). Jellett, J.F., E.R. Belland, L.I. Doucette, A.J. Windust, S. Gallagher and M.A. Quilliam. 1999. Validation of the Maritime In Vitro Shellfish Test (MISTTM) kits for marine biotoxins. Can. Tech. Rep. Fish. Aquat. Sci. 2261: 120 (abstract only)
(LaPeyre, J.F. and Y. Li. 2000. Isolation and primary culture of eastern oyster haemocytes. J. Shellfish Res. 19(1): 646 (abstract only
Lavens, P., P. Sorgeloos, P. Dhert, B. Devresse. 1995. Larval foods. In: Bromage, N.R. and Roberts. J.R. (eds.). Broodstock management and egg and larval quality. Blackwell Science Limited Oxford, p. 373
Le Groumellec, M., C. Martin, P. Haffner, B, Martin and Aquacop. 1995. Cell culture from tropical shrimp. Journal of Aquaculture of the Tropics. 10: pp. 277-286
Liao, I.C., N.H. Chao. 1997. Developments in aquaculture biotechnology in Taiwan. Journal ol Marine Biotechnology. 5: pp 16.23
Liu, Z., P. Li, H. Kucuktas, A. Nicols, G. Tan, X. Zheng, B.J. Argue and R.A. Dunham. 1999. Development of amplified fragment length polymorphism (AFLP) markers suitable for genetic linkage mapping of catfish. Trans. Am. Fish. Soc. 128(2): 317-327
Lorenzen, E., B. Carstensen and N.J. Olesen. 1999. Inter-laboratory comparison of cell-lines for susceptibility to three viruses: VHSV, IHNV and IPNV. Dis. Aquat. Org. 37(2): 81-88
Majack, T.J., M.B. Rust, K.C. Massee, G.W. Kissil, R.W. Hardy and M.E. Peterson. 2000. Bioencapsulation of erythromycin using brine shrimp, Artemia franciscana (Latreille). J. Fish Dis. 23(1): 71-76
Marr, J.C., T. Hu, S. Pleasance, M.A. Quilliam and J.L.C. Wright. 1992. Detection of new 7-0-acyl derivatives of diarrhetic shellfish poisoning toxins by liquid chromatography – mass spectrometry. Toxicon 30(12): 1621-1630
Marr, J.C., L.M. McDowell and M.A. Quilliam. 1994. Investigation of derivitisation reagents fort he analysis of diarrhetic shellfish poisoning toxins by liquid chromatography with fluorescence detection. Nat. Toxins 2(5): 302-311
Meloni, S. and G. Scapigliati. 2000. Evaluation of immunoglobulins produced in vitro by head-kidney leucocytes of sea bass Dicentrarchus labrax by immunoenzymatic assay. Fish Shellfish Immunol. 10(1): 95-99
Mendoza, R., A. De Dios, C. Vasquez, E. Cruz, D. Ricque, C. Aguilera and J. Montemayor. 2001. Fishmeal replacement with feather-enzymatic hydrolyzates co-extruded with soya-bean meal in practical diets for the Pacific white shrimp (Litopenaeus vannamei). Aquacult. Nutr. 7(3): 143-151
Merchie, G., P. Lavens, P. Dhert, M. Dehasque, H. Nelis, A. DeLeenheer and P. Sorgeloos. 1995. Variation in ascorbic acid content in differrent live food organisms. Aquacult. 134(3-4): 325-337
Mialhe, E., E. Bachere, V. Boulo, J.P. Cadoret, C. Rousseau, V. Cedeno, E. Saraiva, L. Carrera, R.R. Colwell, et al. 1995. Future of biotechnology-based control of disease in marine invertebrates. Mol. Mar. Biotechnol. 4:275-283
Mishra, S.S. 1998. Use of immunoassay for rapid detection of pathogenic bacteria Vibrio alginolyticus and Aeromonas hydrophila from shrimp and fishes. Indian J. Mar. Sci. 27(2): 222-226
Moore, S.S., V. Whan, G.P. Davis, K. Byrne, D.J. S Hetzel and N. Preston. 199 .9The development and application of genetic markers for the Kuruma prawn Penaeus japonicus. Aquacult. 173(1-4): 19-32
Munoz, M., R. Cedeno, J. Rodriguez, W.P.W. van der Knapp and E. Mialhe. 2000. Measurement of reactive oxygen intermediate production in haemocytes of the penaeid shrimp, Penaeus vannalei. Aquacult. 191(1-3): 89-107
Nadala, E.C.B. Jr. and P.C. Loh. 2000. Dot-blot nitrocellulose enzyme immunoassays for the detection of white spot virus and yellow head virus of penaeid shrimp. J. Virol. Methods 84: 175-179
Naylor, R.L., R.J. Goldburg, J.H. Primavera, N. Kautsky, M.C.M. Beveridge, 3. Clay, C. Folke, 3. Lubchenko, H. Mooney and C. Troell. 2000. Effect of aquaculture on world fish supplies. Nature 405(6790): 1017-1024
Ng, W., M. Tee and P. Boey. 2000. Evaluation of crude palm oil and refined palm olein as dietary lipids in pelleted feeds for a tropical bagrid catfish Mytsus nemurus (Cuvier & Valenciennes). Aquacult. Res. 31(4): 337-347
NOAA 2001. NOAA's Aquaculture Policy. http://swr.ucsd.edu/fmd/bill/aquapol.htm
Noel, T., J.L. Nicolas, V. Boulo, E. Mialhe and P. Roch. 1996. Development of a colony-blot ELISA assay using monoclonal antibodies to identify Vibrio P1 responsible for ‘brown ring disease' in the clam Tapes philippinarum. Aquacult. 146(3-4): 171-178
Oceanic Institute News. 2000. Oceanic Institute Achieves Breakthough by Spawning Red Snapper . http://www.oceanicinstitute.org
Ogunji, J.O. and M. Wirth. 2001. Alternative protein sources as substitutes for fishmeal in the diet of young tilapia Oreochromis niloticus (Linn.). Isr. J. Aquacult. 53(1): 34-43
OlE 2000. Diagnostic Manual for Aquatic Animal Diseases. 3rd ed. Office International des Enizooties. Paris. 237p
OlE 2001. lnternational Aquatic Animal Health Code. 4th ed. Office International des Epizooties Paris, 155p
Oliva-Teles, A. and P. Goncalves. 2001. Partial replacement of fishmeal by brewers yeast (Saccaromyces cerevisae) in diets for sea bass (Dicentrarchus labrax) juveniles. Aquacult 202(3-4): 269-278
Osborn, H.R. and J.C. Culbertson. 1998. Mariculture options with Texas rigs to reefs. Sea Grant College Program Publication. Texas A&M University. pp.47-51 .apatryphon, E. and J.H Soares. 2001. The effects of phytase on apparent digestibility of four practical plant feedstuffs fed to striiped bass, Morone saxatilis. Aquacult. Nutr. 7(3): 161-167 .apatryphon, E., R.A Howell and J.H. Soares Jr. 1999. Growth and mineral absorption by striped bass Morone saxatilis fed a plant feedstuff based diet supplemented with phytase. J. World Aquacult. Soc. 30(2): 161-173 .ernas, M., B. Novoa, C. Tafalla and A. Figueras. 2000. Efficiency of different monoclonal antibodies in immunological assays developed for the detection of Marteilia sp. isolated from Mytilus galloprovincialis. Bull. Euro. Assoc. Fish Pathol. 20(5): 193-198 leasance, S., J. Kelly, M.D. LeBlanc, M.A. Quilliam, R.K. Boyd, D.D. Kitts, K. McErlane, M.R. Bailey and D.H. North. 1992. Determination of erythromycin A in salmon tissue by liquid chromatography with ionspray mass spectrometry. Biol. Mass Spectrom. 21(12): 675-687
(Quilliam, M.A. 1999. Recent developments in analytical chemistry of marine toxins. Can. Tech. Rep. Fish. Aquat. Sci. 2261: 120 (abstract only
Robles, R., P. Sorgeloos, H. Duffel and H. Nelis. 1998. Progress in biomedication using live foods. J. Appl. Ichthol. 14(3-4): 207-212
Romalde, J.L. 1999. Assessment of a magnetic bead-EIA based kit for rapid diagnosis of fish pasteurellosis. J. Microbiol. Methojds 38(1-2): 147-154
Saakamoto, T., R.G. Danzmann, N. Okamoto, M.M. Ferguson and P.E. Ihssen. 1999. Linkage analysis of quantitative trait loci associated with spawning time in rainbow trou (Oncorhynchus mykiss). Aquacult. 173(1-4): 33-43
Shelby, R.A., C.A. Shoemaker, J.J. Evans and P.H. Klesius. 2001. Development of an indirect ELISA to detect humoral response to Streptococcus iniae of nile tilapia, Oreochromis niloticus. J. App. Aquacult. 11(3): 35-44
Shimizu, C., H. Shike, K.R. Klimpel and J.C. Burns. 2001. Hemolymph analysis and evaluation of newly formulated media for culture of shrimp cells (Penaeus stylirostris). In Vitro Cell. Dev. Biol. Anim. 37(6): 322-329
Shipton, T.A. and P.J. Britz. 2000. Partial and total substitution of fishmeal with plant protein concentrates in formulated diets for the South African abalone, Haliotis midae. J. Shellfish Res. 19(1): 534 (abstract only)
Sorgeloos, P. 1995. Bioengineering of hatcheries for marine fish and shellfish. Journal of Marine Biotechnology. 3: pp. 42-45
Sorgeloos, P. and Leger. P. 1992. Improved larviculture outputs of marine fish, shrimp, and prawn. Journal of World Aquaculture Society. 23 (4). pp. 251-264
Sriniwasa Rao, P.S. and P.M. Sudha. 1996. Emerging trends in shrimp farming. Fishing Chimes. 16:3, pp. 25-26
Storebakken, T., K.D. Shearer and A.J. Roem. 1998. Availability of protein, phosphorus and other elements in fish meal, soy-protein concentrate and phytase-treated soy-protein-concentrate based diets to Atlantic salmon, Salmo salar. Aquacult. 161(1-4): 363-377
Subasinghe, R.P., U. Barg, M.J. Phillips, D. Bartley and A. Tacon. 1998. Aquatic animal health management: Investment opportunities within developing countries. Journal of Applied Ichthyology. 14 (3-4): 123-129
Toullec, J.Y. 1995. Crustacean cell cultures: State of the art. pp 47-43 .In: Biology of Protozoa Invertebrates and FishesL In vitro experimental models and applications. Actes Colloq. IFREMER No. 18
Touraki, M., S. Mourelatos, G. Karamanlidou, S. Kalaitzopoulou and C. Kastritsis. 1996. Bioencapsulation of chemotherapeutics in Artemia as a means of prevention and treatment of infectious diseaes of marine fish fry. Aquacult. Eng. 15(2): l33-147
Touraki, M., I. Niopas and C. Kastritsis. 1999. Bioaccumulation of trimethorpim, sulfamethoxazole and N-aceytl-sulfamethoxazole in Artemia nauplii and residual kinetics in seabass larvae after repeated oral dosing of medicated nauplii. Aquacult. 175(1-2): 15-30
Uma, A., T.J. Abraham and V. Sundararaj. 1999. Effect of a probiotic bacterium, Lactobacillus plantarum on disease resistance of Penaeus indicus larvae. Induan J. Fish. 46(4): 367-373
Van Weerd, J.H., K.A. Khalaf, F.J. Aartsen and P.A.T. Tijssen. 1999. Balance trials with African catfish Clarias gariepinus fed phytase-treated sybean meal-based diets. Aauacult. Nutr. 5(2): 135-142
Vielma, J., T. Makinen, P. Ekholm and J. Koskela. 2000. Influence of dietary soy and phytase levels on performance and body composition of large rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) and algal availability of phosphorus load. Aquacult. 183(3-4): 349-362
Walker, P. and R. Subasinghe. Eds. 2000. DNA-based molecular diagnostic techniques: research needs for standardisation and validation of the detection of aquatic animal pathogens and diseases. Report and proceedings of the Expert Workshop on DNA-based Molecular Diagnostic Techniques: Research Needs for Standardization and Validation of the Detection of Aquatic Animal Pathogens and Diseases. Bangkok, Thailand, 7-9 February 1999. FAO Fish. Techn. Pap. No. 395, 93 pp
Walton, A. and V.J. Smith. 1999. Primary culture of the hyaline haemocytes from marine decapods. Fish Shellfish Immunol. 9(3): 181-194
Wang, C.H., H.N. Yang, C.Y. Tang, C.H. Lu, G.H. Kou and C.F. Lo. 2000. Ultrastructure of white spot syndrome virus development in primary lymphoid organ cell cultures. Dis. Aquat. Org. 41(2): 91-104
Wang, Y. 1998. Utilization of genetic resources in aquaculture: a farmer's view for sustainable development. Paper presented at the Bellagio Conference, Towards Policies for Conservation and Sustainable Use of Aquatic Genetic Resources. FAO/ICLARM, Bellagio, Italy, 14 – 18 April, 1998
Ward, R.D., L.J. English. D.J. McGoldrick, G.B. Maguire, J.A. Nell and P.A. Thompson. 2000. Genetic improvement of the Pacific oyster Crassostrea gigas (Thunberg) in Australia. Aquacult. Res. 31(1): 35-44
Weirich, C.R. and R.C. Reigh. 2001. Dietary lipids and stress tolerance of larval fish. pp. 301 -312 In: Lim, C. and C.D. Webster (eds.) Nutrition and Fish Health, Food Products Press, 10 Alice Street Binghamton NY 13904-1580 USA
Welcomme, R.L. and D.M. Bartley. 1998. An evaluation of present techniques for the enhancement of fisheries. pp.1-35 In:T. Petr (ed) Inland Fishery Enhancements. FAO/ODA Expert Consultation on Inland Fishery Enhancement, April 7 - 11, 1997, Dhaka, Bangladesh .FAO Fisheries Technical Paper No 374, Rome Italy
Wongteerasupaya, C, Wongwisansri, S., Boonsaeng, V., Panyim, S., Pratanpipat, P., Nash, G.L., Withyachumnarnkul, B., and Flegel, T.W. 1996. DNA fragment of Penaeus monodon baculovirus PmNBIL gives positive in situ hybridization with white spot viral infections in six penaeid shrimp species. Aquaculture 143: 23-32. Wright, 3. Jr., A. Bonen, J.M. Conlon and B. Pohajdak. 2000. Glucose homeostasis in the teleost fish Tilapia: Insights from Brockman body xenotransplantation studies. Am. Zool, 40(2): 234-245.74
(1) كبير مسئولى ا لموارد السمكية ( تربية الأحياء المائية ) مصلحة مصايد الأسماك- منظمة الأغذية والزراعة، روما، إيطاليا.
(2) United Kingdom Old Farmhouse Carnbo Kinross KY 13 ONX2
(3) Kent Street 200Aquatic Animal Health, Oceans and Aquaculture Science3 –Department of Fisheries and Oceans Canada – ( 8N180) Ottawa, Ontario K1A 0E6 Canada
(4) كبير م سئولي الموارد السمكية ( المصايد الدالخلية )- مصلحة مصايد الأسماك- في منظمة الأغنية والزراعة، روما، إيطاليا
