Quinta parte
Funcionamiento del criadero: cultivo de larvas, metodología básica, alimentación y nutrición, factores que inciden en el crecimiento y la supervivencia, fijación y metamorfosis

5.1 METODOLOGÍA BÁSICA

5.1.1 Introducción

El cultivo de bivalvos en criadero es tanto un arte como una ciencia y no existe un método único. De la misma manera, el éxito de un criadero está más relacionado con la experiencia e intuición de su gerente y de sus técnicos, que con el emplazamiento, dimensión y calidad de la estructura física y el grado de sofisticación de los equipos disponibles. Cada criadero tiene un modo de gestión diferente y muchas maneras de abordar los distintos aspectos del cultivo y el trabajo realizado. No existe una metodología estándar como tal, pero sí existen aspectos comunes que tienen que ver con la necesidad de cumplir con los requisitos biológicos de las distintas especies de bivalvos durante las primeras fases de desarrollo.

Esta sección del manual ofrece una síntesis de los distintos enfoques y métodos utilizados en el cultivo larvario desde que el huevo se fecunda hasta la fijación, prestando especial atención a algunas de las especies cultivadas con mayor frecuencia.

5.1.2 Métodos para el desarrollo embrionario

5.1.2.1 Tanques para embriones y larvas

Los huevos fecundados siguen desarrollándose en tanques como los que aparecen en las Ilustraciones 50 y 52 hasta que llegan a la fase de larva veliger D de concha completa, llamada así por la característica forma en D de las valvas de la concha (Ilustración 51). Las larvas D de los distintos bivalvos cultivados comercialmente se parecen mucho entre sí.

Existe un amplio abanico de tanques circulares o semicuadrados (cuadrados de esquinas redondeadas) que se pueden utilizar para el desarrollo embrionario y larvario (Ilustración 52). Es aconsejable construirlos de polietileno o de fibra de vidrio con material nuevo y no reciclado (también llamado PRV, plástico reforzado con vidrio, o fibra de vidrio). Los tanques que se utilizan por primera vez se llenan de agua de mar y se dejan de 2 a 4 meses, cambiando el agua semanalmente. Esto permite la eliminación de sustancias tóxicas del material plástico nuevo que se lixivian a la superficie y que pueden ser perjudiciales para las larvas. Se puede reducir este tiempo de remojo con agua de mar empleando otro procedimiento más rápido, que consiste en limpiar los tanques de fibra de vidrio con vapor.

Ilustración 50: Los huevos fecundados se pueden incubar en agua de mar utilizando diversos tanques durante un período de 2 a 3 días, según la especie y la temperatura.

Los tanques de fondo plano o los de fondo cónico con una pendiente pequeña (p. ej. con el fondo casi plano) son los más utilizados para el desarrollo embrionario (Ilustración 52). Los tanques de fondo cónico de pendiente muy pronunciada (en forma de cucurucho) son menos apropiados porque los primeros embriones son inmóviles y tienen tendencia a quedarse agregados en el fondo del cono.

Ilustración 51: Microfotografía de larvas D de Crassostrea gigas (48 h después de la fecundación). La talla media es de una longitud de concha de 75 µm.

Ilustración 52: Recipientes de cultivo apropiados para el desarrollo embrionario (y larvario). A - de fibra de vidrio de 200 l de fondo cónico muy pronunciado y desagüe de fondo; B - tanque de polietileno de 125 l con fondo plano; C - tanque cuadrado de polietileno aislado de 1 000 l con esquinas redondeadas.

La superficie del fondo del tanque es más importante que la profundidad del agua. No se recomienda la aireación durante esta primera etapa ya que los efectos mecánicos de la perturbación del agua pueden provocar un desarrollo anormal de las larvas.

5.1.2.2 Tratamiento del agua

Los tanques de cultivo se llenan de agua de mar filtrada a un tamaño de partículas de 1 a 2 µm (Ilustración 53A) y se calientan a la temperatura necesaria (normalmente entre 18 y 24 ºC; excepto para las especies de aguas frías que requieren una temperatura más baja). Algunos criaderos desinfectan el agua después de la filtración fina pasándola por una unidad de luz ultravioleta (UV) (Ilustración 53B), pero el valor de este método es cuestionable a menos que se utilice correctamente y a discreción.

El mantenimiento de las unidades de UV tiene que realizarse siguiendo las recomendaciones del fabricante, debiéndose guardar un registro de las horas de uso de las lámparas. Es necesario sustituir las lámparas cuando éstas alcancen las horas de uso recomendadas, momento en el que conviene limpiar la funda de sílice de cuarzo que separa la lámpara de la circulación del agua, utilizando un trapo suave mojado en alcohol. Además, estas unidades están diseñadas para desinfectar agua dulce y no son tan eficaces a la hora de eliminar o inmovilizar las bacterias marinas u otros microorganismos.

Por regla general, si se considera necesaria la desinfección con UV, es preferible que el agua circule por dos o tres unidades similares, conectadas en serie, a la mitad de la velocidad de circulación recomendada para una sola unidad (Ilustración 53). No obstante conviene saber que si se limita la diversidad de las bacterias en un cultivo embrionario o de larvas, la competencia puede verse reducida, y así favorecer la predominancia de bacterias potencialmente nocivas. Actualmente se piensa que el método probiótico es la mejor opción. Este método implica un control cuidadoso de la densidad de larvas, alimentándolas adecuadamente sólo con las mejores algas cultivadas disponibles y prestando especial atención tanto a la higiene de las actividades de cultivo como del equipamiento.

Ilustración 53: Ejemplos del equipo adecuado para el tratamiento del agua. La unidad de filtración de varias bolsas (A) se utiliza para la filtración fina de agua. Se utiliza una batería de 3 filtros mientras se hace el mantenimiento y se prepara la segunda batería para su utilización. Estas unidades de filtración contienen bolsas que de forma progresiva eliminan materia particulada de 10 ìm a 2 ìm en tres fases. La unidad de desinfección con UV (B) consta de unidades de 3 lámparas dispuestas en serie diseñadas para tratar un caudal continuo de agua de mar previamente filtrada. Es más recomendable esta disposición para el tratamiento de agua de mar que la unidad de una sola lámpara.

A veces conviene filtrar el agua y llenar los tanques de cultivo 24 horas antes de ser utilizados. Esto ocurre con más frecuencia en los criaderos ubicados cerca de estuarios contaminados por residuos industriales o domésticos o por la lixiviación a través de estratos geológicos metalíferos (y restos de minería) en la cuenca de captación, que puede contener cantidades elevadas de metales pesados. El paso siguiente consiste en tratar el agua con 1 mg por l de EDTA (sal sódica -como la que se usa en la preparación del medio de cultivo de algas) y 20 mg por l de metasilicato sódico y luego airearla vigorosamente durante 24 horas. El tratamiento previo ayuda a complejar los metales pesados y volverlos inocuos durante las primeras fases del desarrollo larvario de los bivalvos. No es necesario filtrar el agua después del tratamiento previo, aunque sí apagar la aireación durante el desarrollo embrionario.

5.1.2.3 Cultivo de embriones

Los embriones se almacenan en los tanques de cultivo unas 2 horas después de la fecundación a la densidad adecuada. Las larvas D que han completado su desarrollo se recuperan unas 24 a 48 horas más tarde, en función de la especie y la temperatura del agua (Ilustración 54). Se utiliza poca o ninguna aireación durante el desarrollo embrionario.

En una gran parte de las ostras ovíparas cultivadas habitualmente, la densidad de carga de embriones puede alcanzar de 50 000 a 80 000 por l de cultivo aunque el umbral más seguro se considera generalmente de 20 000 por l (Cuadro 10). En cambio, en muchas especies de vieira una densidad alta inicial de similar tipo produce un desarrollo anormal y por este motivo los números generalmente se restringen de 10 000 a 15 000 huevos fecundados por l de volumen de tanque en especies de aguas más templadas. En las especies de vieiras de aguas frías las densidades de huevos se basan con mayor frecuencia en la superficie de los tanques más que en el volumen del tanque, donde la densidad máxima no debe superar los 1 000 por cm² (Cuadro 10).

Ilustración 54: Desarrollo embrionario desde la etapa de trocófora (A) hasta la de larva D con un desarrollo completo de la concha (D). Se ve el órgano ciliado natatorio (velo) en B y la formación inicial de la valva de la concha en C. En muchas especies de aguas templadas los huevos fecundados seguirán su desarrollo hasta formar larvas D completamente desarrolladas en menos de 2 días pero el proceso entero puede tardar unos 4 días o más en las especies de aguas frías.

En el cultivo a gran escala es normal recuperar entre el 30% y el 85% de larvas D perfectamente formadas respecto de la densidad de carga inicial de embriones. Las larvas D con malformaciones -es decir con conchas incompletas o malformadas- raramente alcanzan mayor desarrollo.

Las larvas D de concha completa tienen una longitud media de concha de entre 90 y 100 µm en la mayoría de las especies de almejas, vieiras y mejillones, y de entre 55 y 75 µm en las ostras ovíparas del género Crassostrea (Cuadro 10). Las larvas D de Crassostrea gigas son más grandes que las de Crassostrea virginica o Crassostrea rhizophorae.

Un caso especial es el de las ostras larvíparas de los géneros Ostrea y Tiostrea, que tienen huevos considerablemente más grandes e incuban las larvas para luego expulsarlas al medio cuando han alcanzado una longitud de concha de entre 170 y 200 µm (retenidas por un tamiz de 90 µm) en el caso de Ostrea edulis y una longitud media de 490 µm en especies de Tiostrea (véase la Sección 4.2.3). Las larvas de Tiostrea se expulsan en la fase pediveliger (la fase anterior a la fijación y metamorfosis) y están listas para fijarse casi inmediatamente (menos de 1 hora después de la expulsión).

La longitud de concha se mide bien a través de un microscopio monocular (aumento x100) con un retículo acoplado al visor, calibrado con un porta de un micrómetro (Ilustración 55).

Ilustración 55: Mediciones de larvas: cada larva se orienta y alinea con el retículo ocular calibrado y se registra el número de pequeñas subdivisiones que abarca en la escala, equivalente a la longitud de la concha. En este caso a un aumento global de x100 (retículo de x10 y objetivo de x10), cada pequeña división es 10 µm. Así, la larva D en la ilustración mide aproximadamente 105 µm.

Las larvas D normales quedan retenidas por un tamiz con malla de nailon de 45 µm (35 µm en el caso de larvas D de Crassostrea gigas, o 25 µm para C. rhizophorae y C. virginica) y se calcula el número de larvas recuperadas siguiendo el procedimiento descrito en la Sección 5.1.2.3.

Recuperación de larvas D

Se vacían los tanques que contienen las nuevas larvas D dos días después de la fecundación. Conviene añadir una pequeña cantidad de alimento al tanque el día anterior al vaciado, entre 24 h y 36 h después de la fecundación. Mientras los embriones se desarrollan y crecen hasta la fase larva D utilizando las reservas derivadas de la madre, las larvas que se encuentran en la fase D en pleno desarrollo son capaces de ingerir células de algas de las especies más pequeñas y aprovechan la absorción de nutrientes disueltos.

En la Ilustración 56 se puede apreciar el método que se emplea para capturar y retener a las larvas durante el vaciado de los tanques. Cuando un tanque está lleno, se abre un poco la válvula del desagüe para permitir que el agua fluya lentamente a un cedazo o una serie de cedazos en una bandeja poco profunda. Esta disposición asegura que el tamiz del fondo siempre esté sumergido en agua de mar, lo cual minimiza los daños provocados a las conchas de las frágiles larvas D durante el desagüe. Conforme el tanque se vacía, se puede abrir más la válvula, pero siempre teniendo cuidado de no provocar un exceso de turbulencia con un caudal demasiado fuerte. Las larvas retenidas en el tanque vaciado se retiran con un caudal de agua de mar filtrada. Los tanques que no disponen de desagües pueden vaciarse a través de una disposición similar de cedazos utilizando un tramo de manguera flexible.

Ilustración 56: La disposición de los tamices para captar larvas D de un tanque. Se cuelga un tamiz de 60 µm por encima de un tamiz de diámetro mayor de 40 µm parcialmente sumergido en una bandeja poco profunda que contiene el agua de mar descargada. Esta disposición permite la clasificación de las larvas en el punto de recogida y evita la desecación de las mismas.

Se pueden calibrar las larvas D durante el vaciado del tanque con la ayuda de un tamiz de malla más grande colocado encima de un tamiz de malla de tamaño inferior, como se indica en la Ilustración 56. De esta manera se pueden separar las larvas más grandes y mejores de las malformadas y anormales (Ilustración 57). Una vez vaciado el tanque, se lava con agua de mar filtrada las larvas retenidas en el tamiz superior y así cualquier animal más pequeño pasa a la malla más pequeña. Se lavan los contenidos de larvas en sendos tamices en recipientes independientes y graduados, y luego se calcula el número y se examinan siguiendo el procedimiento descrito anteriormente. A menudo se toman pequeñas submuestras durante el proceso para hacer una medición posterior de la longitud de concha.

Ilustración 57: El aspecto de casi 5 millones de larvas de la vieira Calico, Argopecten gibbus, concentradas en un tamiz de 20 cm de diámetro (A) y después de haber sido transferidas a un frasco graduado de 4 l, antes de la valoración (B).

Cálculo del número de huevos, embriones y larvas

Se aconseja manipular los huevos y las larvas con cuidado. Al transferir huevos, embriones o larvas de un recipiente a otro a través de un cedazo, siempre conviene asegurarse de que la malla del cedazo se encuentre por debajo de la superficie del recipiente receptor. Es necesario haber limpiado y aclarado con agua de mar filtrada todo el equipo utilizado con anterioridad en trasvases de este tipo y en los muestreos.

(i) equipo necesario

Gran parte del equipo utilizado para calcular el número de larvas debe fabricarse especialmente para este fin. Por ejemplo, se preparan los cedazos a partir de tubos de PVC o de macetas rígidas de estireno como las que se utilizan para la jardinería, o incluso recipientes utilizados habitualmente en horticultura (deben evitarse los tamices o cedazos de marcas registradas fabricados de metal).

Para fabricar cedazos apropiados, se recortan las bases de los contenedores de plástico y en su lugar se coloca una malla monofilamentosa bien estirada, adherida con un pegamento de cemento.

Otra opción es cortar secciones de 15 cm de tubo de PVC de un diámetro adecuado (de 20 a 30 cm) en las que se coloca una malla monofilamentosa de nailon en un extremo. Después se rotulan los tamices indicando el tamaño de malla para facilitar su identificación.

Es útil fabricar una serie de tamices para cada tamaño de malla dentro de un rango de entre 20 µm y 250 µm para los distintos fines de cultivo de embriones, larvas y primeros juveniles. Un buen juego de tamices para larvas de almejas y vieiras consiste en mallas de aberturas de 40, 60, 80, 120 y 150 µm (Cuadro 11). Este rango se ampliará a mallas más grandes para las larvas de algunas especies de ostras cultivadas habitualmente.

Se pueden fabricar las raseras y contadores tipo Sedgewick en el taller utilizando plexiglás o tubos, láminas y varas de PVC. Los contadores Sedgewick se pueden adquirir en proveedores de material científico y de acuicultura y son útiles para el recuento (Ilustración 58).

Ilustración 58: Equipo empleado para calcular el número de larvas. A - Raseras circulares para facilitar una suspensión uniforme de las larvas en recipientes, de los cuales se toman submuestras en la estimación de números de larvas. B - una cámara de recuento Sedgewick Rafter, un portaobjetos con cámara diseñada para tomar muestras de 1 ml. La base de la cámara lleva una cuadrícula marcada para facilitar el control de las larvas o juveniles de la muestra. Se pueden fabricar portas similares de plástico transparente.

Entre el material específico que se debe comprar se incluyen las pipetas automáticas de volumen variable (los rangos entre 0,1 y 1 ml y entre 1 y 5 ml son útiles), varios cilindros graduados de volumen de entre 25 ml y 2 l y botellas de lavado.

Siempre que el presupuesto lo permita, un contador electrónico de partículas realiza el mismo trabajo que el descrito a continuación, ahorra tiempo y también es de gran utilidad para calcular la densidad celular en los cultivos de algas y para determinar el consumo de células alimenticias durante todas las etapas del criadero (consúltese la Ilustración 21).

Ilustración 59: Pasos para recoger submuestras de larvas para el recuento necesario en el cálculo de la cifra total. A - Toma de submuestra con una pipeta automática, mientras se agita el contenido del frasco que contiene el conjunto de las larvas; B - Transferencia de la submuestra a un porta de recuento Sedgewick; C - Recuento y registro del número de larvas en la submuestra. Las fotografías inferiores (D y E) muestran una técnica similar en la que las larvas, concentradas en un cilindro graduado de 2 l, se muestrean durante la agitación utilizando una pipeta automática.

(ii) procedimiento de estimación (Ilustración 59)

a) Después de tamizar y lavar los huevos, embriones recién fecundados o larvas, transfiéralos a un cilindro graduado (volumen de 1 ó 2 l) o, si se prevé que los números superarán los 5 ó 10 millones, transfiéralos a un cubo o recipiente similar de gran volumen graduado en litros, pintas o galones.

Observación: Para mayor precisión cuando se utilizan contenedores de gran volumen, emplee un cilindro o jarra graduados para llenar el contenedor a unos 8 cm por debajo del rebosadero. Tome nota del volumen añadido y dibuje con un rotulador indeleble una línea de calibrado en la línea del agua.

b) Añada agua de mar filtrada al contenedor hasta la marca de graduación (es necesario conocer el volumen total).

c) Con una pipeta automática fijada en 0,5 ml (el volumen puede variar, consúltese más adelante) tome 3 submuestras replicadas del contenido mientras agita el contenido del cilindro de medición u otro recipiente, con una rasera circular de diámetro adecuado. Asegúrese de que los huevos o larvas tengan una distribución uniforme en la columna de agua durante el submuestreo (Ilustración 59A).

Observación: El diámetro de la rasera debe ser ligeramente, pero no mucho, menor que el diámetro del recipiente del que se están extrayendo las muestras. La agitación debe ser suficiente para levantar los huevos o larvas del fondo del recipiente para facilitar una suspensión uniforme, pero no demasiado vigoroso como para causar un exceso de turbulencia. Se recomienda un movimiento ascendente y descendente lento y rítmico, con un ciclo completo cada 4 segundos.

d) Transfiera las submuestras a los compartimentos del contador Sedgewick (Ilustración 59B). Marque los compartimentos con una cuadrícula adecuada.

Observación: Tome submuestras de volumen más pequeño cuando se espera tener un gran número de larvas, o utilice un cilindro graduado de volumen más grande, o una combinación de las dos cosas. En el caso de los huevos, que son muy delicados, puede que sea más fácil transferir la suspensión de los huevos a un recipiente grande, por ejemplo un cubo de polietileno de 10 l. Cólmelo hasta la línea de calibrado y retire las submuestras mientras agita suavemente el contenido del cubo con una rasera circular de plástico de gran diámetro.

e) Cuente los huevos o larvas en cada submuestra con un microscopio (aumento x40 - Ilustración 59C).

Observación: En el caso de los huevos y los embriones recién fecundados, se pueden hacer recuentos separados del número total por submuestra y del número de huevos que no tienen un aspecto redondo y parecen anormales. Se puede aplicar el mismo procedimiento a las larvas D y hacer el cálculo, basándose en los recuentos del porcentaje de larvas que se han desarrollado con normalidad. De la misma manera, se puede calcular la tasa de mortalidad de las larvas posteriores como parte del procedimiento del recuento, contando las larvas vivas y las muertas o moribundas por separado.

f) Calcule el número total siguiendo el ejemplo siguiente:

Se puede hacer el recuento de huevos y de larvas utilizando un contador de partículas electrónico (p. ej. un contador Coulter) que tenga en cuenta el tamaño de las partículas a medir. Aunque este método es rápido y cómodo, es imposible distinguir las larvas que siguen un desarrollo normal de las anormales, o las vivas de las muertas. No hay método que sustituya el examen visual y el ojo de un técnico de laboratorio experimentado para determinar la calidad de un cultivo.

5.1.3 Métodos de cultivo larvario

Las larvas D se recogen siguiendo la descripción anterior. En esta etapa se alimentan de algas unicelulares cultivadas. Las especies con un buen valor nutritivo incluyen las diatomeas,

Chaetoceros calcitrans,
Chaetoceros muelleri,
Thalassiosira pseudonana (3h)

y los flagelados,

Isochrysis galbana (o el clon «T-Iso»),
Pavlova lutherii, y una de las especies de
Tetraselmis (pero sólo para las larvas de longitud >120 µm).

En la Sección 5.2 se ofrece una descripción más detallada de dietas y raciones y de cómo calcularlas.

Las larvas pueden cultivarse en los mismos tanques de fondo plano que se utilizan para el desarrollo de los embriones o en tanques de fondo cónico de fibra de vidrio equipados con desagües de fondo (véase la Ilustración 52). Los tanques pueden tener un volumen relativamente pequeño (de 200 a 1 000 l) para fines experimentales o para la producción de pequeños volúmenes, o ser mucho más grandes de tamaño y de volumen en criaderos comerciales con una escala de producción mayor. Pueden utilizarse como sistemas estáticos o con circulación abierta. En los sistemas estáticos, el agua se cambia periódicamente, mientras que en los cultivos con circulación abierta, el agua se introduce de forma continua, intercambiando y sustituyendo un volumen fijo cada día. Este tema se trata en más detalle en la Sección 5.1.4.2.

Las larvas D de las especies más resistentes (entre ellas Crassostrea y Tapes) pueden cultivarse a densidades de 15 000 a 20 000 por l, pero el crecimiento y supervivencia se ven más favorecidos a densidades menores (Cuadro 10). Se recomiendan densidades menores para las especies de vieira de los géneros Pecten, Patinopecten, Placopecten y especies de Chlamys y Argopecten, por ejemplo, entre una densidad de 5 000 a 10 000 larvas iniciales por l. La ostra plana larvípara, Ostrea edulis, generalmente se cultiva a 2 000 ó 5 000 larvas por l debido al gran tamaño de las larvas D iniciales. Algunas especies pueden cultivarse con éxito de manera más intensiva cuando se utilizan técnicas de cultivo de altas densidades (véase la Sección 5.1.4.1).

Los tanques de cría se oxigenan -el procedimiento más habitual es la utilización de una única salida central de aire localizada justo por encima del fondo del tanque- con rangos de velocidad de caudal variable desde un burbujeo lento para larvas D hasta una velocidad de 200 l por hora para las larvas en fases posteriores. La fuente de aire a presión no debe contener carbono ni aceite. Los ventiladores de aire regenerativos de baja presión y gran volumen son ideales para este fin. El aire se filtra en origen, a un tamaño de partícula de 0,22 ó 0,45 µm, mediante una serie de filtros de cartucho de porosidad decreciente. De esta forma se reduce el aporte de contaminantes transportados por el aire que incluyan microorganismos nocivos. También se aconseja, en condiciones de humedad, secar el aire antes de que entre en los tanques, pasándolo a través de una unidad sellada, como una estructura de filtros de cartucho, que contenga o bien cloruro cálcico anhídrido o gel de sílice. Para que estos agentes secantes sean efectivos, es necesario sustituirlos a medida que se vayan saturando.

5.1.3.1 Iniciación de un nuevo cultivo

Los tanques de cultivo larvario y todo el material que se vaya a utilizar debe lavarse bien y luego aclararse con agua dulce o agua de mar filtrada. Para las tareas de limpieza se pueden utilizar detergentes líquidos suaves añadidos al agua caliente, o agentes esterilizantes o desinfectantes debidamente diluidos como la lejía (solución de hipocloruro sódico) a 20 mg por l de cloro libre. El proceso de inicio de un nuevo cultivo se efectúa de la manera siguiente:

a) Llene el número necesario de tanques limpios para cría larvaria con agua de mar filtrada a 1 ó 2 µm a la temperatura y salinidad necesarias.

Observación: Puede ser conveniente reducir las salinidades cuasi oceánicas cuando se crían especies eurihalinas como la ostra americana, C. virginica, añadiendo agua dulce filtrada muy fina de una fuente limpia y libre de contaminación. Se recomienda una salinidad de entre 20 y 25 PSU para esta y otras especies de Crassostrea.

b) Los problemas de mortandades anormales de larvas en el pasado pueden achacarse a bacterias. En esta situación en algunos criaderos se recomienda el tratamiento del agua con luz UV antes del llenado de tanques. Como último recurso, si persisten las mortandades, se puede utilizar de forma experimental y bajo prescripción veterinaria un antibiótico de amplio espectro como el Cloranfenicol a 2-5 mg por l de agua de mar.

c) Introduzca las larvas D en el tanque a la densidad adecuada.

d) Siguiendo el procedimiento señalado en la Sección 5.2.3.2, calcule los volúmenes de algas cosechadas que se añaden a los tanques para proporcionar la ración alimenticia necesaria.

e) Active el caudal de aire para asegurar una buena renovación de agua para suspender y mezclar las larvas y el alimento de manera uniforme.

f) Deje el cultivo durante 24 horas antes de intervenir de nuevo.

5.1.3.2 Manejo de cultivos larvarios

Los cultivos larvarios requieren un mantenimiento diario. Funcionan normalmente como sistemas estáticos de agua, es decir, sin un intercambio continuo de agua, aunque algunos criaderos utilizan sistemas de cultivo de circulación continua (véase Sección 5.1.4.2). Las concentraciones de células alimenticias deben mantenerse a un nivel suficiente para propiciar una actividad alimentaria eficiente.

Para evitar la acumulación de metabolitos potencialmente nocivos, los tanques requieren cambios completos de agua a intervalos regulares durante el desarrollo larvario desde la fase D hasta el inicio de la metamorfosis. La frecuencia con que se hagan los cambios depende del número y talla media de las larvas cultivadas. El agua se cambia a intervalos de 48 horas ó 3 veces cada semana:

- a densidad mayor de larvas en fases iniciales (15 000 a 20 000 por l a <120 µm),
- a densidad menor de larvas en fases finales (<5 000 por litro desde 150 a 200 µm) o,
- a unas 2 000 por litro desde 250 a 300 µm.

Observación: Los valores indicados son a título orientativo con respecto a las densidades aplicadas relacionadas con la longitud media de concha. Para mayor precisión, si un cultivo requiere una alimentación a menos de 200 células por µl de equivalentes de Isochrysis al día, se considera de baja densidad (consúltese la Sección 5.2.3.1). Es necesario cambiar el agua diariamente cuando se suministra más alimento o si los tanques funcionan siguiendo el principio de la circulación continua.

(i) Manejo durante los días en los que no se efectúa el cambio de agua

El manejo durante los días en que no se efectúa el cambio de agua consiste en restaurar la concentración de células alimenticias para compensar aquellas células consumidas durante el período anterior de 24 horas, añadiendo algas recién cosechadas en cantidades suficientes. Se toma una muestra de agua de cada tanque y se procede a contar las células de las algas restantes (algas residuales) por volumen de unidad, o bien con la ayuda de un microscopio con porta hemocitométrico a un aumento de x100, o simplemente utilizando un contador Coulter o un contador de partículas similar. Cuando no sea factible determinar las algas residuales, se puede añadir una ración completa o parcial de alimento en los días intermedios entre los cambios de agua, basada en la ración administrada el día anterior.

Se aconseja mantener un registro diario de las temperaturas del cultivo, algas residuales y cualquier aporte de alimento para restaurar las concentraciones óptimas de células alimenticias. Un ejemplo de tal registro se muestra en la Ilustración 60. Se calculan los volúmenes de algas adicionales como se describe en la Sección 5.2.3.2.

Larvas de bivalvos: registros diarios

Ilustración 60: Ejemplo de la hoja de registro diario y del tipo de información que se necesita registrar para poder hacer un seguimiento de un lote o de un tanque de larvas. También se muestran los pasos para calcular la longitud media de concha de las larvas a partir de las anotaciones de tamaño y frecuencia.

(ii) Manejo durante los días en los que se cambia el agua

El procedimiento es parecido al descrito e ilustrado en la Sección anterior dedicada al desarrollo de embriones (Ilustración 56). El tanque se vacía con un sifón o por un desagüe de fondo, pasando el caudal de salida por un cedazo de distintas luces de malla para retener residuos grandes pero sin perder las larvas -un cedazo de 250 µm es ideal (Ilustración 61). Las larvas quedan retenidas en la malla de un cedazo de luz de malla inferior.

Ilustración 61: Drenaje de tanques larvarios estáticos los días de cambio de agua.

El procedimiento es el siguiente:

a) Tamice las larvas retenidas en el tanque.

b) Limpie el tanque con esponja y detergente caliente o una solución de lejía, y aclare bien.

c) Rellene el tanque con agua de mar debidamente tratada a la temperatura y salinidad necesarias.

d) Calibre las larvas tamizándolas por luces de malla decrecientes con agua de mar filtrada. El Cuadro 11 ofrece una guía de luces de malla apropiadas para larvas de distintas longitudes de concha.

e) Tome pequeñas muestras de cada tamiz donde se hayan retenido las larvas y observe el aspecto y actividad de las larvas con la ayuda de un microscopio. Descarte las fracciones del tamiz que contengan larvas predominantemente muertas o de crecimiento lento.

Observación: Deben eliminarse las fracciones del tamiz que contengan conchas principalmente vacías y larvas con tejido en descomposición. Los tejidos de larvas sanas tienen una coloración entre parda y dorada y una glándula digestiva de color oscuro. Las larvas moribundas suelen tener un aspecto más oscuro y uniformemente granular.

f) Lave las fracciones que contienen larvas sanas pasándolas a un cilindro graduado.

g) Tome submuestras siguiendo el procedimiento detallado anteriormente y determine el número total de supervivientes. Mida una muestra de entre 50 y 100 y calcule la longitud media de la concha.

Observación: La adición de unas gotas de formalina (solución al 10% de formaldehído, neutralizado con carbonato cálcico bajo forma de esquirlas de caliza o mármol) inmovilizará las larvas. Descarte la muestra o muestras contadas.

h) Devuelva las larvas al tanque de cultivo y reinicie la aireación.

i) Repita el procedimiento a intervalos de 48 horas.

5.1.4 Cultivo larvario más eficiente

Se han mencionado anteriormente en esta sección los métodos que pueden emplearse para mejorar la eficiencia del cultivo larvario, o bien utilizando una circulación continua de agua de mar por los tanques de cultivo o cultivando las larvas a mayores densidades en los tanques de agua estática. De hecho, se pueden combinar las dos metodologías para aumentar la producción donde existan limitaciones de espacio, con la ventaja añadida de reducir el componente de mano de obra necesaria para su manejo.

Si bien es cierto que algunos criaderos están empezando a utilizar la circulación continua, esta práctica todavía no está muy extendida. Se puede mejorar la productividad aumentando sensiblemente la densidad del cultivo de larvas, bien utilizando de manera más eficaz el material o invirtiendo en aparatos electrónicos para controlar la alimentación. Las densidades normales de larvas pueden duplicarse o incluso triplicarse si se administra la alimentación de acuerdo al número de larvas en un tanque y su tamaño en vez de alimentar según el volumen por unidad, independientemente del número y tamaño de las larvas. No obstante, si las densidades de larvas aumentan, la velocidad de la alimentación se vuelve crítica y requiere un seguimiento continuo. Este enfoque es más apropiado para las especies más resistentes. Si se dan mortalidades por algún motivo, los efectos, en términos de productividad perdida, podrían ser importantes. La mayoría de los criaderos prefieren aplicar el principio de precaución.

5.1.4.1 Cultivo de alta densidad

Es necesario conocer la velocidad de ingestión de las distintas células alimenticias (o pesos) de las especies de bivalvos que se cultiven. Esta información está indicada en el Cuadro 12 (Sección 5.2.3.2) y referida a tres especies empleadas habitualmente cuando se cultivan a 24±1 ºC. Cuando no se dispone de esta información será necesario determinarla experimentalmente o siguiendo el «método del tanteo».

Cuando se dispone de información sobre el tamaño de las larvas y la velocidad de ingestión de las células alimenticias, es sencillo calcular cuánto alimento ha de añadirse al tanque durante el siguiente período de 48 horas para un número determinado de larvas de una longitud determinada de concha. En la sección siguiente se ofrecen detalles del cálculo con ejemplos contrastados y una explicación (Sección 5.2.3.2). A densidades más altas de lo normal, será necesario suministrar al principio del día parte de la ración como alimento a granel y dosificar el resto a una velocidad constante por goteo o con bomba peristáltica durante las siguientes 24 horas.

A más de 20 000 larvas por l, especialmente al acercarse a la metamorfosis, la velocidad de alimentación se vuelve crítica. Es más perjudicial alimentar a las larvas en exceso que quedarse corto. La cantidad de restos fecales y metabolitos que se acumulen en el agua puede dar lugar a un gran aumento en el número de bacterias. Esto puede reducir la velocidad de alimentación y en consecuencia se añada más alimento al tanque de lo que puede ser filtrado por las larvas cuando se suministra a una velocidad constante fija. Se ha abordado esta cuestión de manera experimental, solucionándola con la utilización de sensores electrónicos y equipamiento de control para hacer un seguimiento continuo de la densidad de las células alimenticias en el tanque de cultivo (Ilustración 62). [En Higgins et al. (1987) se da una explicación completa -consúltese la bibliografía recomendada].

Ilustración 62: Control automático experimental de la densidad celular del alimento en cultivos de alta densidad de larvas de bivalvos. RA - reservorio de algas refrigerado y aireado con la ración alimenticia diaria; BP - bomba peristáltica que suministra la cantidad requerida de algas bajo demanda; C - equipamiento de control con relé que enciende la bomba cuando el sensor (S) detecta una disminución en la concentración de células alimenticias en el tanque de larvas (TL) por debajo de cierto umbral previamente establecido. Este dispositivo utiliza un transmisor y un receptor que funcionan por infrarrojos, que podría ser mejorado considerablemente con electrónica moderna.

El Cuadro 12 contiene un resumen de resultados comparativos, que incluye datos de ensayos con larvas de la ostra plana europea y del ostión japonés.

5.1.4.2 Cultivo en sistemas de circulación abierta

El ímpetu para desarrollar métodos de circulación continua en el cultivo de larvas reside en una serie de objetivos. Las larvas de algunas especies son menos tolerantes que otras a los métodos de cultivo que generalmente se utilizan en los criaderos. Las distintas especies de pectínidos son un buen ejemplo. Normalmente las larvas exhiben mayores tasas de mortalidad y no se adaptan tan bien al cultivo a altas densidades en sistemas estáticos.

Otros criaderos están examinando el potencial que ofrece la tecnología de circulación abierta para aprovechar mejor los recursos disponibles y de manera más eficaz. Puede que sea necesario acomodar una mayor producción dentro de las limitaciones de espacio físico o reducir costes de mano de obra y de horas invertidas en el manejo de las larvas. La circulación abierta propicia estos beneficios. Se ahorra tiempo cultivando la densidad larvaria sin tener que vaciar los tanques 3 ó 4 veces cada semana como con el mantenimiento estático. Puede que este método desperdicie algas cultivadas con el intercambio continuo de agua, que también se desperdicia, pero la producción de alimento es relativamente económica para el volumen necesario para esta fase del ciclo de producción.

El diseño del tanque es importante cuando se contempla el funcionamiento en sistema de circulación abierta. Es necesario retener las larvas dentro del tanque y el volumen tiene que ser suficientemente grande para que el alimento añadido tenga el tiempo necesario de permanencia para ser consumido. La tasa de intercambio debe ser suficiente para impedir la acumulación de restos metabólicos y residuos, pero puede que aún así sea necesario aclarar el tanque periódicamente después de limpiar las superficies interiores. El método que generalmente se sigue es el que se utiliza habitualmente en el cultivo en las primeras fases previas a la alimentación de peces, p. ej. fletán, para la cual existen tanques diseñados a medida y que pueden ser adaptados con una modificación mínima. En vez de utilizar los tanques de fondo plano o cónico con los lados de la base muy pronunciados, que generalmente se utilizan en el cultivo de larvas de bivalvos, el fondo de estos tanques tiene una inclinación mucho menos pronunciada (Ilustración 63).

Ilustración 63: Disposición típica para cultivos larvarios con circulación continua. Para una descripción consúltese el texto. Las flechas indican la dirección del flujo de las algas y el agua de mar.

La velocidad de la circulación de agua de mar tratada adecuadamente (desde el suministro de agua, S) está controlada y ajustada por una válvula de diafragma y un caudalímetro (C). En función de la densidad de las larvas, se ajusta el caudal para que la cantidad total de agua circulante (CE - caudal de entrada, CS - caudal de salida) sea la misma que el volumen total del tanque (TL - tanque de larvas de circulación continua) necesaria para el número de larvas cuando se cultivan a densidades normales. Si, por ejemplo, las larvas se cultivan normalmente a 5 000 por l en un tanque de 500 l, entonces 20 000 larvas por l en un tanque de circulación continua del mismo volumen requerirá una circulación mínima de 2 000 l por día. Las larvas se retienen en el tanque con un filtro de gran diámetro tipo «raqueta» que cuenta con una rejilla de luz de malla adecuada (consúltese la Ilustración 64 para los detalles).

Ilustración 64: Detalle de la parte superior de un tanque experimental de circulación continua que muestra el filtro tipo «raqueta» (FR) sujeto a la tubería de salida (TS). En este ejemplo, se suministra el agua de mar filtrada a 1 µm por un cartucho de filtro (CF) a un tanque de gravedad (TG) desde donde fluye a una velocidad controlada y constante hasta el fondo del tanque larvario. La alimentación se administra por goteo al tanque desde un reservorio de algas (RA). El filtro «raqueta» está fabricado con una sección de tubo de PVC de 20 cm de diámetro y acoplado por los dos lados a una malla de 60 µm, adherido con pegamento a las caras cortadas del cilindro. Un pequeño tramo de tubería de PVC del diámetro adecuado se suelda a un agujero taladrado a través del plástico para conectarlo a la tubería de salida. Se recomienda el uso de «raquetas» de gran diámetro para reducir la fuerza por unidad de superficie generada por el agua de salida. Deben estar total o parcialmente sumergidas y limpiarse diariamente. Para este fin, la «raqueta» encaja a presión en una unión giratoria (UG) fabricada con un par de codos de 90º de PVC. Esta unión puede girarse hacia arriba para subir el filtro por encima del nivel del agua y así facilitar su extracción, limpieza o sustitución.

Al tanque se le coloca una válvula de desagüe (D), que también sirve como puerto de entrada para «un tapón de sal» de una solución saturada salobre. Cuando se detiene el caudal de entrada, el «tapón de sal» de 2 ó 3 l de volumen se introduce por gravedad en el desagüe y se cierra la válvula. Las larvas vivas nadan hacia la superficie y así evitan la solución densa de sales que atrapa a las muertas y moribundas. Después de unos cuantos minutos, se abre ligeramente el desagüe para eliminar el «tapón de sal» y las larvas muertas, de la misma manera que se acumulan y se eliminan los huevos muertos de los peces marinos de las incubadoras.

Las larvas reciben la ración alimenticia deseada por medio de una bomba peristáltica (BP) de un reservorio de algas refrigerado y aireado (RA). La cantidad y velocidad a las que se suministra la ración depende del número de larvas, el tamaño de las mismas y la velocidad del caudal a través del tanque (refiérase a las Secciones 5.1.4.1 y 5.2.3.2). Se puede calcular la longitud media de la concha tomando muestras diarias, pero la supervivencia es más problemática. Se puede obtener una estimación de las mortalidades con un submuestreo del volumen del salobre saturado no recogido después de la colocación de un «tapón de sal» y un recuento de las larvas muertas que contiene. Este submuestreo se puede hacer a intervalos de 2 ó 3 días para hacer un seguimiento de la supervivencia.

Es necesario limpiar las superficies internas de los tanques de circulación continua, al menos una vez durante el período de cultivo de una tanda de larvas, utilizando un cepillo de cerdas suaves, atado a un palo de longitud apropiada. La velocidad del caudal debe incrementarse durante la limpieza para eliminar los residuos arrastrados por el cepillo.

La cría larvaria en tanques de circulación abierta tiene sus desventajas pero éstas se ven compensadas por los beneficios potenciales. Como las larvas no se calibran regularmente en un cultivo estático, aparecerá cierta variabilidad en la talla a lo largo de los días de cultivo. Además, habrá que transferir las larvas a tanques de fijación cuando lleguen a la fase pediveliger. Es una práctica estándar en muchos criaderos pero no en otros, donde se permite a las larvas fijarse en los laterales y fondos de los tanques de cría larvaria desde donde se retiran posteriormente.

La extracción de larvas en fase pediveliger y semilla de las superficies internas de los fondos cónicos poco pronunciados será sumamente difícil. Serán necesarios tanques de fijación, sobre todo para larvas de fases posteriores de las distintas especies de ostras que se adhieren a las superficies (véase la Sección 5.4.3).

5.1.5 Crecimiento y supervivencia de larvas

La Ilustración 65 muestra tanto el crecimiento como las fases de desarrollo de las larvas del ostión japonés, Crassostrea gigas, y la vieira zigzag, Pecten ziczac, desde la fase D hasta la metamorfosis.

Ilustración 65: Microfotografías del crecimiento y desarrollo de larvas de ostión japonés, Crassostrea gigas (A) y de la vieira zigzag, Pecten ziczac (B).

Las larvas de los distintos grupos de bivalvos crecen a velocidades diferentes. Las larvas de vieiras y almejas tienen larvas D inicialmente mayores y llegan a tamaños de fijación y metamorfosis con una longitud de concha sensiblemente inferior (210 a 230 µm) a la de las larvas de las ostras ovíparas (320 a 340 µm). En la Ilustración 66 se puede ver la velocidad comparativa de cierto número de especies cultivadas a 24+2 ºC. Algunas especies, entre ellas la vieira Calico, tardan más en llegar a una velocidad exponencial de crecimiento. Suelen experimentar una fase de retardo antes del inicio del crecimiento rápido. Otras, como la almeja japonesa y el ostión japonés, crecen rápidamente desde la fase inicial D. La velocidad de crecimiento se ralentiza en todas las especies conforme se acercan a la fase de fijación.

Ilustración 66: Crecimiento comparado de larvas de algunas especies de bivalvos de agua templada (ostra europea, Ostrea edulis, ostión japonés, Crassostrea gigas, almeja japonesa, Tapes philippinarum y la vieira Calico, Argopecten gibbus) desde la fase de larva D hasta la metamorfosis cuando se cultivan a 24±2 ºC. El día 0 se refiere al día en que los huevos se fecundan. La flecha azul indica el día en el que los adultos incubadores de la ostra plana expulsan las larvas.

De la misma manera, la supervivencia de las larvas desde la fase D hasta la metamorfosis varía según la especie. Puede alcanzar entre 50 y 70% como promedio en algunas especies de ostra y de almeja o tener valores tan bajos, como 15 y 30% en las vieiras. Depende mucho de los protocolos de cultivo y el grado de eliminación de las larvas de crecimiento más lento durante el proceso de cría. Gran parte de las pérdidas de larvas durante el período de cultivo se asocian al descarte y eliminación de los individuos de crecimiento más lento que a la muerte de las larvas. La proporción de larvas que llegan a sufrir la metamorfosis también está relacionada con las condiciones de cultivo, entre ellas la dieta y ración, la temperatura y salinidad y a factores relativamente incontrolables como la calidad del agua de mar y las enfermedades (véase la Sección 5.3).