5.2 ALIMENTACIÓN Y NUTRICIÓN

5.2.1 Introducción

La alimentación comienza en cuanto las larvas tienen la concha completa y han desarrollado órganos, entre ellos el sistema digestivo. Hasta entonces, la energía para su respiración y desarrollo se deriva de las reservas depositadas durante el desarrollo del óvulo (ovogénesis) en las hembras en maduración (véase la Sección 5.3.4). Es más probable que los embriones en desarrollo puedan absorber nutrientes orgánicos del agua de mar a su alrededor. De hecho, a menudo conviene añadir un poco de alimento de algas cultivadas a aquellos tanques que contengan embriones unas 12 horas antes de que lleguen a la fase de larva D y sean capaces de ingerir alimentación particulada. A veces no son importantes las algas en sí, sino los nutrientes orgánicos en solución en los cultivos de algas. A este respecto, la adición de pequeñas cantidades de diatomeas (p. ej. Chaetoceros muelleri a 10 ó 20 células por µl) a cultivos que se acerquen a la fase estacionaria parece ser muy efectiva.

Una vez desarrollado el velo en la fase de larva D y las larvas de concha completa empiecen a nadar, el latido de los cilios del velo dirige las partículas alimenticias hacia la boca, además de ser la fuerza motriz de la actividad natatoria (Ilustración 67). Este es el momento -habitualmente denominado Día 0- en el que la calidad (composición de la dieta) y la cantidad (ración) del alimento añadido a los tanques de cultivo adquieren importancia.

Ilustración 67: Larvas alimentándose mientras nadan. El latido de los cilios del órgano natatorio, el velo, también dirige partículas alimenticias hacia la boca. Las tres larvas de vieira en día 8 indicadas en la ilustración nadan hacia el centro. Se ven claramente las glándulas digestivas de color oscuro.

5.2.2 Aspectos de la dieta

Las dietas que contienen una mezcla de algas son beneficiosas. Una combinación de dos o más especies de alto valor nutritivo que incluya un flagelado y una diatomea de tamaño adecuado invariablemente propicia mejores velocidades de crecimiento y desarrollo larvarios que las dietas de una sola especie (Ilustración 68). También mejoran los rendimientos en semilla e inciden en el comportamiento posterior de la semilla en cuanto a su crecimiento y supervivencia.

Ilustración 68: Crecimiento (durante un período de 8 días), desarrollo (% de larvas con ojo a día 10) y fijación de larvas (porcentaje de semilla del número inicial de larvas en día 0) de Ostrea edulis alimentadas a base de varias dietas simples y mixtas de las tres especies de algas indicadas. Los valores se obtienen a partir de las medias de un gran número de ensayos.

No todas las especies de algas cultivadas habitualmente y de tamaño apropiado disponibles en las colecciones de cultivos son de buen valor alimenticio para las larvas. Generalmente las que tienen un buen valor nutritivo para las larvas de una especie tienen un valor parecido para las larvas de las demás. Existen excepciones a esta regla que se explicarán más adelante. El valor alimenticio de un alga en particular viene determinado no sólo por su composición bioquímica sino también por su ingestibilidad y digestibilidad. Por ejemplo, las diatomeas con espinas largas y silíceas pueden ser difíciles de ingerir e irritantes y las larvas cerrarán las valvas de sus conchas para expulsarlas. Algunas variedades de Phaeodactylum son un buen ejemplo de este problema. Otras especies, como las Chlamydomonas coccoides tienen unas paredes celulares gruesas que las hacen prácticamente indigeribles. Sin embargo otras especies, entre ellas Dunaliella tertiolecta, carecen de ciertos ácidos grasos muy insaturados (HUFA) necesarios para el desarrollo de las larvas y aunque digeribles, aportan poco o ningún valor nutritivo.

La Ilustración 69 ofrece una comparación de los perfiles en HUFA de un número de especies de algas según su idoneidad para alimentar a las larvas. También vienen indicados los valores de los contenidos totales en lípidos como porcentaje de peso seco sin cenizas.

Ilustración 69: Comparación de lípidos totales como porcentaje del peso seco sin cenizas y la abundancia relativa de varios ácidos grasos muy insaturados (HUFA) en varias especies de algas de alto y bajo valor nutritivo respectivamente para larvas de bivalvos.

Las especies de alto valor nutritivo suelen contener proporciones relativamente altas de 20:5n3 (EPA - ácido eicosapentaenoico) ó 22:6n3 (DHA - ácido docosahexaenoico) en comparación con muchas de las especies de valor alimenticio pobre. Si la dieta carece de estos componentes, las larvas de la mayoría de los bivalvos tienen poca o ninguna capacidad de sintetizarlos a partir de precursores no muy saturados. Esto ocurre en gran parte de las especies exigentes que, alimentándose de una combinación de especies ricas en EPA o DHA (o ambos) darán los mejores resultados. En este sentido las larvas de almejas suelen ser menos dependientes que las larvas de ostras o vieiras.

Las proporciones relativas de ácidos grasos HUFA y el contenido global de lípidos de las especies de algas útiles para la producción en criadero varían en función de la fase del ciclo del cultivo y también de las condiciones de cultivo, que difieren según el criadero. No obstante, las especies de buen valor nutritivo en una situación de criadero siempre tendrán un valor parecido con tal de que se preste atención a los detalles de las condiciones de cultivo.

Las distintas especies de diatomeas que se cultivan habitualmente en los criaderos tienen niveles de HUFA parecidos, todos ricos en EPA. Las cantidades totales de ácidos grasos particulares en las distintas especies de diatomeas son algo variables. Suelen ser más altas en los cultivos que entran en la fase estacionaria que durante el crecimiento exponencial.

De los flagelados pardos de tamaño pequeño de células, Pavlova lutherii tiene un perfil de HUFA parecido a Isochrysis galbana (Ilustración 69) pero suele tener más DHA. En cambio, el clon T-Iso de Isochrysis contiene sólo entre un 50 y 70% de DHA de Isochrysis galbana cuando se cultiva al lado de ésta en las mismas condiciones de luz y de nutrientes. T-Iso suele cultivarse en más criaderos que sus parientes próximos porque es más fácil de cultivar durante todo el año y es tolerante a temperaturas más altas. Las especies de Pyramimonas son sustitutos útiles de Tetraselmis (p. ej. P. obovata y P. virginica). Tienen perfiles de HUFA intermedios entre Tetraselmis e Isochrysis pero pueden ser difíciles de cultivar en ciertas épocas del año.

5.2.3 Composición de la dieta y raciones

Una dieta inicial apropiada para larvas D y de la fase inicial (<125 µm longitud de concha) de la mayoría de los bivalvos cultivados habitualmente se formularía con una mezcla de:

Una de las diatomeas siguientes:
Chaetoceros calcitrans o Thalassiosira pseudonana (para larvas >55 µm) o Chaetoceros muelleri (para larvas >90 mm),

Combinada con:

Uno de los flagelados siguientes:
Isochrysis galbana o 'T-Iso' o Pavlova lutheri, en igual proporción de números de células.

Cuando el tamaño medio de las larvas supera los 120 µm de longitud de concha, se pueden añadir a la dieta flagelados de tamaño de célula mayor, Tetraselmis spp. (T. chuii, T. suecica, T. tetrahele, etc.).

Las raciones alimenticias normalmente se describen como el número total de células de algas por microlitro (células por µl) o por mililitro (células por ml) del volumen del tanque de cultivo. Obsérvese que 100 células por µl equivalen a 100 000 células por ml.

Es importante tener en cuenta que las células de las distintas especies de algas varían considerablemente en cuanto al tamaño medio y por tanto al volumen y masa (véase Cuadro 1, Sección 3.1). Al calcular una ración para una dieta que incorpora dos o tres especies, la representación de cada especie en la ración se calcula basándose en la equivalencia (en términos aproximados) de volúmenes de células donde:

1 célula de Isochrysis galbana, T-Iso o Pavlova lutherii =

0,1 células de Tetraselmis sp., o
1 célula de Thalassiosira pseudonana, o
2,25 células de Chaetoceros calcitrans, o
0,75 células de Chaetoceros muelleri

Por consiguiente, una ración alimenticia adecuada para las primeras larvas de Crassostrea o Tapes (y para la mayoría de las otras especies), donde la densidad celular del alimento objetivo equivale a 100 células de Isochrysis por µl, puede formularse utilizando las siguientes combinaciones de dieta:

125 células por µl de C. calcitrans + 50 células por µl de I. galbana, o
37,5 células por µl de C. muelleri + 50 células por µl de P. lutherii, o
50 células por µl de T. pseudonana + 50 células por µl de P. lutherii

Cualquiera de estas dietas compuestas de distintas especies son excelentes para las larvas de bivalvos habitualmente cultivados en criadero, aunque la ración en células por µl varía según la especie y la densidad larvaria del cultivo. Las densidades celulares citadas anteriormente son ideales para las larvas de varias especies de Crassostrea, Ostrea edulis, las almejas Tapes philippinarum, Tapes decussatus, Mercenaria mercenaria, Mya arenaria (y muchas más), así como para los mejillones Mytilus edulis y Perna perna a las densidades larvarias anteriormente citadas (refiérase al Cuadro 10, Sección 5.1.2.3). En cambio, las larvas de muchas especies de vieira muestran un rendimiento global mejor cuando reciben raciones inferiores de las mismas dietas. Por ejemplo, las larvas de las vieiras Pecten ziczac y Argopecten gibbus expresan la máxima velocidad de crecimiento con una ración total de entre 5 células por µl en la fase de larva D, aumentando hasta 18 células por µl antes de la fase pediveliger. Otros criaderos utilizan raciones dos o tres veces mayores con larvas de distintas vieiras pero raramente utilizan raciones tan altas como las empleadas para ostras, almejas y mejillones para un rango similar de tamaños de larvas.

Obsérvese que en el ejemplo de combinaciones de dietas ofrecido anteriormente se ha omitido T-Iso. Ésta es una especie adecuada para alimentar larvas de almejas, mejillones y vieiras, sin embargo se duda de la conveniencia de utilizarla en dietas para las primeras larvas de las especies de Crassostrea (Ilustración 70). En comparación con Isochrysis galbana y, sobre todo, Pavlova lutherii, los niveles del importante ácido graso muy insaturado DHA son considerablemente inferiores.

Cuando se administra T-Iso en una dieta de una sola especie a las larvas de las distintas especies de Crassostrea sp., tanto el crecimiento como el desarrollo de las larvas se retrasan bastante cuando la longitud de concha supera los 110 µm. Por este motivo, es recomendable que los criaderos centren su cultivo de algas de pequeños flagelados en cepas probadas de Isochrysis galbana y Pavlova lutherii.

Se pueden cultivar larvas desde la fase D hasta la metamorfosis en dietas combinadas de dos especies, como las indicadas anteriormente. Sin embargo, una vez la longitud de concha de la larva supere los 120 µm, conviene añadir una tercera especie como una de las especies de Tetraselmis. más pequeñas. La experiencia indica que la velocidad de crecimiento y la proporción de larvas que logran completar la metamorfosis con éxito mejoran cuando se incluye Tetraselmis en la dieta (refiérase a la Ilustración 68).

Ilustración 70: Crecimiento de larvas de (A) Crassostrea gigas, (B) Crassostrea rhizophorae, (C) Mercenaria mercenaria y (D) Tapes philippinarum alimentadas con T-Iso (puntos marrones), Chaetoceros calcitrans (puntos amarillos) y una mezcla de dos especies de estas dos algas (puntos naranjas).

Se puede utilizar Tetraselmis como sustituto directo de Isochrysis o Pavlova en la dieta o, mejor aún, se puede utilizar como especie adicional para formular una dieta compuesta de tres especies. Sin embargo, no debe sustituir a la diatomea en la dieta. Cada una de las tres diatomeas recomendadas, mencionadas anteriormente, contiene otro importante ácido graso muy insaturado (EPA) de conocida importancia por su valor nutritivo o para el desarrollo.

Cuando se sustituye a Isochrysis o Pavlova en una dieta de dos especies, se administra Tetraselmis, al 10% de la densidad celular apropiada para los flagelados más pequeños, así:

37,5 células por ml C. muelleri + 50 células por ml P. lutherii
se convierte en:
37,5 células por ml C. muelleri + 0,5 células por ml T. suecica

Cuando se utiliza como una especie adicional para hacer una combinación de tres especies, el aporte de cada especie es del 33,3% de la densidad celular objetivo, que puede ser equivalente a 100 células por µl de Isochrysis. Así:

Combinación de dos especies:
37,5 células de C. muelleri por ml + 50 células de P. lutherii por ml =
100 células por µl de equivalentes de Isochrysis;

Combinación de tres especies:
25 células de C. muelleri por µl + 33,3 células de P. lutherii par µl + 3,33 células
de T. suecica par µl = 100 células por µl de equivalentes de Isochrysis

La cantidad global de algas administradas en términos de volumen o masa celular es aproximadamente la misma para estas dos dietas tomadas como ejemplo, ambas adecuadas para larvas de más de 120 µm de longitud de concha.

Hasta ahora esta sección se ha centrado en las directrices generales de dietas y raciones para larvas. Muchos criaderos pequeños dirigidos por su propietario funcionan con un presupuesto muy ajustado y se presta poca o ninguna atención al recuento de la densidad de algas al cosecharlas, o a formular una combinación de especies para alimentar con precisión. Un técnico con experiencia que produzca una o más de las especies de bivalvos tolerantes y resistentes puede determinar «a ojo de buen cubero», cuales son los cultivos de algas de mejor aspecto en un día determinado y añadir suficiente cantidad de cada cultivo a los tanques de las larvas hasta que el agua adquiera el color adecuado.

En el otro extremo se encuentran los grandes criaderos que suministran semilla a escala industrial, bien para sus propias actividades de engorde o para abastecer a las empresas de engorde de la región. En estos casos la responsabilidad y la escala de inversión financiera dictarán que el manejo de los animales se mantenga bajo un control más estricto. Aquí la prioridad es maximizar la producción rentable de los productos de semilla y obtener beneficio. En el apartado siguiente se explicará cómo lograr esta rentabilidad mediante el uso más efectivo de las algas cultivadas para la alimentación de las larvas.

5.2.3.1 Estrategias de alimentación

Existen dos estrategias básicas que se utilizan en los criaderos para asegurar un aporte suficiente de raciones alimenticias para las larvas. La primera consiste en añadir algas al volumen de agua de mar en los tanques de cultivo larvario con el objetivo de elevar la densidad de células alimenticias a una concentración que sostenga la velocidad máxima de crecimiento larvario. La segunda consiste en alimentar la biomasa creciente de larvas, conforme progrese su desarrollo, en función de las velocidades conocidas de ingestión de las larvas de distintas longitudes medias de concha. Esta última estrategia ya se ha mencionado brevemente en la descripción del cultivo de larvas a altas densidades en la Sección 5.1.4.1.

La Estrategia 1 es la opción más fácil, dado que es muy poco probable que el volumen de agua en un tanque varíe durante el período de cultivo. Esta estrategia es la más apropiada cuando se mantienen densidades de larvas más bajas. De hecho, se administra la ración alimenticia una vez al día. Durante el siguiente período de 24 horas, el alimento se consumirá a un nivel bajo. Las concentraciones de las células alimenticias sólo serán óptimas durante un período breve de 24 horas. Sin embargo, se puede modificar la estrategia añadiendo un 50% (o más) de la ración 8 ó 12 horas después de la ración principal. El objetivo es mantener la densidad celular del alimento cerca de la óptima durante la mayor parte del día. A niveles inferiores de mortalidad, puede que sea necesario reducir el número de larvas conforme sigue la división entre dos tanques o más para que no se consuma la ración con demasiada rapidez.

La Estrategia 2 requiere conocer la velocidad de consumo de las células alimenticias por parte de un número conocido de larvas de todas las longitudes de concha (o pesos) durante todas las etapas de desarrollo desde la fase de larva D hasta la metamorfosis. Después de determinar el tamaño medio y el número de larvas que sobreviven a los cambios sucesivos de agua en los tanques, el técnico puede calcular cuánto alimento tiene que añadirse al tanque para sostener la velocidad máxima de crecimiento para la biomasa de larvas en este momento. De esta manera, se pueden mantener las mayores densidades de larvas en un volumen de tanque determinado.

Sin embargo, para el rendimiento de las larvas el exceso de alimentación es tan si no más perjudicial que quedarse corto. Como se ha mencionado anteriormente, con mayores densidades de larvas puede que sea necesario administrar el alimento dos veces al día en dos raciones a la densidad celular óptima recomendada para las larvas de la mayoría de las especies, por ejemplo a cerca de 100 células por equivalentes de µl de Isochrysis. Un aporte único al día con la doble ración para un cultivo de larvas superará la densidad y volumen de células alimenticias a la velocidad de consumo más eficiente de las larvas. La sobrealimentación puede acarrear enfermedades bacterianas en situaciones en las que las larvas ya padecen estrés. En este caso, la ración necesaria se divide en dos partes iguales. La primera parte se añade directamente al tanque y la segunda mitad restante se dosifica o se administra por goteo durante el siguiente período de 24 horas.

Un desarrollo lógico para asegurar la alimentación correcta de las larvas es la utilización de aparatos optoelectrónicos sofisticados. Se han hecho avances con el empleo de dispositivos más primitivos que enfocan un haz de luz infrarroja a través del cultivo hasta un detector, comparando la turbidez causada por la presencia de la densidad óptima de las células de alimento en el volumen del cultivo con una señal de referencia. Cuando las larvas consumen las células alimenticias, la turbidez del agua disminuye. Cuando se llega a un valor predeterminado, se activa un relé que pone en marcha una pequeña bomba peristáltica que añade más algas al tanque desde un tanque de reserva aireado hasta que se restaura la turbidez deseada. Refiérase a la Sección 5.1.4 para mayor información.

5.2.3.2 Cálculo de las raciones alimenticias

Estrategia de Alimentación 1: Se calculan los volúmenes necesarios de las especies de algas necesarias para añadir a los recipientes utilizados para alcanzar las densidades celulares requeridas en la cría larvaria a partir de la ecuación siguiente:

Donde V = volumen del tanque del cultivo larvario en litros.

Estrategia de Alimentación 2: Para hacer el cálculo es preciso determinar el número de células alimenticias además de una ración diaria inicial equivalente a 75 células por µl de Isochrysis necesarias durante las siguientes 24 horas para mantener constante la densidad celular de las algas. Se detallan los pasos del cálculo en el ejemplo ofrecido a continuación aplicado a larvas de Crassostrea gigas:

Las velocidades de crecimiento de las larvas no son significativamente diferentes al cultivarse a densidades bajas siguiendo la Estrategia de Alimentación 1 o a densidades altas utilizando la Estrategia de Alimentación 2. La ventaja de esta última se encuentra en la rentabilidad de las operaciones, tanto con respecto a la mano de obra como al mejor aprovechamiento del espacio del criadero. Cuando se utiliza el control optoelectrónico para la alimentación (como en la Sección 5.1.4.1) se calculan los volúmenes estimados de las especies alimenticias requeridas siguiendo la Estrategia de Alimentación 2.

5.3 FACTORES QUE INCIDEN EN EL CRECIMIENTO Y LA SUPERVIVENCIA

5.3.1 Introducción

Los efectos de la dieta y de la ración alimenticia se han abordado de forma específica en la Sección anterior. Esta Sección proporciona información básica que resulta útil para tratar otros aspectos de las condiciones de cultivo y de cómo éstas inciden tanto en la evolución de los embriones como de las larvas. Asimismo, se abordan temas como la temperatura y la salinidad, la calidad del agua de mar, la calidad de los óvulos y larvas y las enfermedades.

Mucha de la información que se incluye no se ha publicado nunca y a diferencia de otras secciones de este manual, aquí se han citado las referencias en el texto para facilitar al lector la búsqueda de información más detallada sobre su tema de interés.

5.3.2 Efectos de la temperatura y la salinidad

De todos los factores que inciden en el crecimiento, desarrollo y supervivencia de las larvas en cultivo, la temperatura es una de las más importantes ya que la tasa metabólica viene dictada por la temperatura del agua en la que nadan. Las larvas de muchos bivalvos que se cultivan normalmente exhiben una amplia tolerancia tanto a la temperatura como a la salinidad, muchas veces muy por encima de las condiciones a las que estarían expuestos en su entorno natural. Cuando se trabaja con especies que normalmente viven en hábitats frescos y alejados de la costa no hay que esperar que las larvas vayan a mostrar un rendimiento necesariamente óptimo dentro del rango de temperaturas al que está expuesto el stock salvaje. Muchas veces las larvas crecen mejor a temperaturas superiores a las que experimentarían en la naturaleza. De igual manera, los límites de tolerancia de las larvas a la salinidad son muchas veces mayores de lo que se podría pensar. Por ejemplo, las larvas de la vieira Calico, Argopecten gibbus, de poblaciones adaptadas a una salinidad casi invariable de 36 PSU en las Bermudas pueden crecer y desarrollarse hasta la fijación a 20 PSU. El crecimiento y desarrollo son más lentos, pero la supervivencia hasta la fijación difiere bien poco de los cultivos criados con mayor salinidad.

La Ilustración 71 muestra el crecimiento de las larvas de la vieira japonesa, Patinopecten yessoensis, con varios niveles de salinidad y temperatura. La tolerancia a la temperatura que muestra esta especie es bastante típica de los índices de crecimiento que se aplican a otras especies de vieiras de aguas más frías, incluyendo Placopecten magellanicus y Pecten maximus, que normalmente se cultivan entre 14 y 16 ºC. El crecimiento, desarrollo y supervivencia se ven afectados negativamente con temperaturas elevadas. Las vieiras que están alejadas de la costa, como Placopecten magellanicus y Pecten maximus, tienen requisitos de salinidad superiores (>30 PSU), a diferencia de las larvas de la especie Argopecten, p. ej. la vieira Calico (Argopecten gibbus) y el peine caletero (Argopecten irradians concentricus), que pueden cultivarse con éxito a temperaturas muy elevadas de hasta 26 ó 28 ºC.

Ilustración 71: Efectos de la temperatura y la salinidad sobre el crecimiento de las larvas de vieira japonesa, Patinopecten yessoensis. Las larvas se cultivaron a una salinidad de 29 PSU en el ensayo de temperatura y a 15 ºC en el ensayo de salinidad. A partir de Bourne et al. (1989).

Las ostras del género Crassostrea son extremamente tolerantes tanto a la temperatura como a la salinidad en el entorno de cultivo. En la Ilustración 72 se pueden apreciar las interacciones de estos dos factores y su efecto sobre el crecimiento. Tanto en el ostión de mangle, Crassostrea rhizophorae, como en el ostión japonés, Crassostrea gigas -y lo mismo ocurre con la ostra americana, Crassostrea virginica- el crecimiento, desarrollo y supervivencia se acercan al óptimo a una temperatura de 28 ºC y a una salinidad de 25 PSU. Las larvas también toleran salinidades bajas que rondan los 10 PSU pero la supervivencia peligra a 5 PSU. La supervivencia sobrepasó el 80% en todos los tratamientos durante los ensayos realizados con las dos especies.

Ilustración 72: Crecimiento de larvas de: A ostión de mangle, Crassostrea rhizophorae, en un período de 7 días a partir de la fase D (longitud media inicial de 65 µm), y B larvas de ostión japonés, Crassostrea gigas, en un ensayo de 10 días a diversos niveles de temperatura y salinidad. Los resultados del ostión japonés se expresan como porcentaje del crecimiento de las larvas en el mejor tratamiento (28 ºC a 25 PSU). AM expresa la salinidad ambiente que es de 32,5 PSU en B.

Las larvas de ostra europea, Ostrea edulis, son tan tolerantes a la temperatura como la especie Crassostrea, pero no son tan tolerantes a niveles bajos de salinidad. Aunque pueden sobrevivir a una corta exposición a 20 PSU, las tasas de crecimiento y desarrollo en cultivo se encuentran en su nivel óptimo al alcanzar 28 ó 32 PSU.

El crecimiento de las larvas de almejas cultivadas comercialmente, en la costa y en estuarios, incluyendo la almeja japonesa, Tapes philippinarum, la chirla mercenaria, Mercenaria mercenaria, y la almeja babosa, Mya arenaria, también muestra la existencia de tolerancia a una amplio abanico de condiciones de temperatura y salinidad. Excepto en el caso de Mya arenaria, que normalmente se cultiva de 18 a 20 ºC, las larvas se cultivan generalmente a 25±2 ºC y a salinidades que van de 25 a 34 PSU. En la Ilustración 73 se muestra el efecto de la temperatura sobre el crecimiento de larvas de almeja japonesa.

Ilustración 73: Crecimiento de larvas de almeja japonesa, Tapes philippinarum, desde la fase D hasta la metamorfosis, con tres temperaturas diferentes. Las barras verticales indican el rango de longitudes de concha de las larvas (µm) cuando empiezan a verse por primera vez las larvas pediveliger en los cultivos (A. Lovatelli, Tesis Master).

5.3.3 Calidad del agua de mar

Normalmente los criaderos que producen de forma constante todo el año son la excepción. Algunos factores de índole estacional que no se controlan fácilmente pueden hacer que durante algunos períodos del año el rendimiento de las larvas -en cuanto a velocidad de crecimiento y supervivencia- sea significativamente peor que en otros períodos. Esto puede deberse a la calidad del agua de mar, a falta de una explicación técnica, como la rotura de un filtro o la corrosión del equipo -entre otras posibilidades- o el uso de cultivos de algas de baja calidad que hayan podido contaminarse, o fallos en la producción debidos a error humano.

Es bien sabido que el agua de mar sufre variaciones estacionales en cuanto a su capacidad para ayudar al crecimiento y supervivencia de embriones y larvas. Puede que esto no ocurra de forma generalizada, pero las condiciones adversas se dan en ambos lados del Océano Atlántico, especialmente cuando el mar empieza a calentarse en primavera y coinciden períodos de intensas afloraciones de fitoplancton tanto en primavera como a comienzos del otoño. No se comprenden totalmente las razones precisas del deterioro de la calidad del agua de mar durante estas épocas y puede ocurrir que este fenómeno no se repita todos los años, y haya unos años mejores que otros.

Es posible detectar y cuantificar las variaciones en la calidad del agua de mar si se compara el desarrollo de embriones o el crecimiento de las larvas semana a semana utilizando agua de mar tratada normalmente en criadero y en un medio de control de agua de mar artificial empleando técnicas normalizadas de bioensayos. La metodología para los ensayos de embriones de bivalvos aparece detallada en Utting y Helm (1985) y ésta se puede adaptar en vasos de precipitados o cubos para determinar la variabilidad y ver cómo ésta afecta al crecimiento de las larvas y a la supervivencia. El agua de mar artificial se puede preparar siguiendo diferentes recetas o comprando agua de marcas registradas de laboratorios y tiendas de acuaristas. Siempre debe prepararse de la misma manera como medio de control con calidad constante.

En la Ilustración 74 se puede ver un ejemplo de cómo la variabilidad de la calidad del agua de mar afecta al desarrollo de embriones de ostión japonés en el criadero. El desarrollo de los óvulos fecundados hasta que se convierten en larvas de fase D perfectamente formadas se expresa como mortalidad neta por tratamiento (MNT), donde:

Un valor de MNT 0 indica un número igual de óvulos fecundados que han sobrevivido hasta la etapa D en ambos medios y un valor de MNT de 100 indica la total imposibilidad de que se desarrollen en el agua de mar tratada normalmente. Los valores negativos indican que el agua de criadero es superior al agua de mar artificial.

Al comienzo del año en las latitudes templadas del norte del Océano Atlántico, cuando la temperatura del mar es fría y los días cortos, la calidad del agua de mar es relativamente estable. Conforme se van templando las aguas costeras y el día se alarga hacia y durante la primavera y a comienzos del verano, la calidad del agua de mar comienza a ser cada vez más variable. Los valores de MNT empiezan a incrementarse de forma impredecible y algunos años hay períodos en los que es difícil producir larvas D a partir de huevos de aparente buena calidad -los huevos se desarrollan con normalidad en un medio bajo control artificial pero no en el agua de mar del criadero. El fenómeno se repite de igual manera en un amplio abanico de especies de bivalvos, no sólo en el ostión japonés.

La calidad inestable del agua de mar suele coincidir con una intensa producción de fitoplancton en las aguas costeras durante las proliferaciones de primavera. No existen indicios claros de que los metabolitos o productos de la descomposición del fitoplancton sean los responsables del deterioro de la calidad del agua, más bien se trataría de las bacterias asociadas a las proliferaciones o los metabolitos, incluyendo las exotoxinas, que producen.

En la Ilustración 74 se puede ver una situación de este tipo en un enclave con un criadero donde la especie de alga dominante hacia el final de la proliferación de primavera en las aguas costeras era el flagelado formador de colonias, Phaeocystis pouchetti. Las comparaciones de los valores de MNT de los diferentes años muestran que la calidad del agua de mar del criadero se encuentra en su nivel más bajo cuando el número de bacterias formando colonias en el agar TCBS está en su nivel máximo. Las bacterias que forman colonias sobre este agar incluyen especies del género Vibrio y conocidos patógenos oportunistas, como V. anguillarum, que con frecuencia se citan como bacterias dominantes en los sistemas de criadero en esa época del año, y suelen estar implicadas en casos de enfermedades. Se sabe que V. anguillarum produce potentes exotoxinas, incluyendo una toxina ciliostática de bajo peso molecular que inhibe el movimiento de los cilios del velo en las larvas y de las branquias en los juveniles.

Ilustración 74: Tasa de supervivencia relativa (en mortalidad neta por tratamiento - línea roja) en bioensayos que comparan el desarrollo de huevos fecundados de ostión japonés hasta la fase larvaria D en criadero con agua de mar tratada y agua de mar artificial durante el período de mayo a julio 1977 (A) y 1978 (B). La línea horizontal negra, equivalente a una mortalidad neta por tratamiento de cero, indica igual supervivencia tanto en el agua de mar analizada como en el medio de control. Se superponen la proliferación del flagelado formador de colonias, Phaeocystis pouchetti, (como colonias por ml) y el número de colonias de bacterias (ufc -unidades formadoras de colonias- en miles por ml) que crecen sobre agar TCBS en muestras tomadas de aguas costeras adyacentes. Adaptado a partir de Utting y Helm (1985) incluyendo datos previos no publicados.

Se puede mejorar la calidad del agua de mar para el desarrollo embrionario empleando varios pretratamientos químicos durante períodos de 24 horas antes de su uso, además de utilizar las medidas usuales de filtración y de desinfección con UV. Los tratamientos que suelen ser efectivos incluyen la adición de 1 mg por l de EDTA (ácido etilendiaminotetraacético) y 20 mg por l de metasilicato de sodio (Na₂SiO₃.9H₂O) a los tanques con agua de mar filtrada que luego se airean vigorosamente hasta que se vayan a emplear 24 horas después. El porcentaje de huevos que se convierten en larvas D puede mejorarse significativamente con un tratamiento así. Por ejemplo, en 28 ensayos con embriones de ostión japonés, se mejoró la producción de larvas D procedentes de desoves semanales durante el ciclo en criadero (marzo a septiembre) de una media de 36,6% a 52,9%. La mejora obtenida con el uso del pretratamiento químico es comparable a un rendimiento medio de 54,6% en el medio de control artificial.

La tasa de crecimiento de las larvas desde la fase D también se ve afectada por la variabilidad en la calidad del agua de mar de la misma forma y por las mismas razones que en el caso del desarrollo embrionario. Los efectos sobre el crecimiento son de nuevo patentes en todas las especies de bivalvos analizadas. La Ilustración 75 muestra el crecimiento comparado de larvas de ostión japonés a lo largo de un período de 6 días, a partir de la fase D cuando se cultivan a escala de vaso de precipitados a 25 ºC en agua normal de criadero y en una preparación artificial de agua de mar [formula de Lyman y Fleming, a partir de Sverdrup et al. (1942)]. Las diferencias en la tasa de crecimiento se expresan en el Índice de Crecimiento (IC), donde:

Los índices de crecimiento >1,0 indican períodos en los que el crecimiento fue superior en el agua de criadero; un IC de 1,0 indica igual comportamiento en los dos medios y un IC de <1,0 indica momentos en los que la tasa de crecimiento era inferior en el agua del crecimiento comparado con el medio artificial.

Ilustración 75: Crecimiento comparativo de larvas de ostión japonés durante un período de 6 días, a 25 ºC en condiciones de criadero y con agua de mar normal y artificial calculado como índice de crecimiento. La clorofila á y el número de colonias de Phaeocystis pouchetti en la toma de entrada al criadero se toman como indicadores de la producción de fitoplancton en las aguas costeras adyacentes al criadero (M.M. Helm, sin publicar).

Los resultados que aparecen en la Ilustración 75 indican un deterioro progresivo de la calidad del agua de mar desde el comienzo del ciclo del criadero en enero hasta que finalizaron los ensayos a finales de mayo, cuando -durante un período aproximado de 6 semanas- las larvas no consiguieron sobrevivir al período experimental de 6 días en ningún medio. Hasta finales de abril, las tandas de larvas criadas para la producción de semilla se desarrollaron con normalidad hasta su fijación en agua de mar de criadero y dieron una buena producción de semilla. Una vez transcurrido ese tiempo, el cultivo a gran escala fue problemático, haciéndose difícil la supervivencia, y las larvas no consiguieron llegar a la fijación. Se hizo patente la misma tendencia en el caso de larvas de ostra europea, Ostrea edulis, en cuyo caso el deterioro tanto del crecimiento (Ilustración 76) como de la supervivencia llegaron a producir en muchos casos enfermedades y la completa mortalidad de las cohortes de las larvas en cultivo en mayo y junio. Una vez más, la calidad del agua de mar fue más variable unos años que otros.

Ilustración 76: Índices de crecimiento de muestras de crías de larvas de ostra europea, Ostrea edulis, cultivadas en criadero a escala de vaso de precipitados en el criadero y en agua de mar artificial (AMA) durante un período de 4 días a partir del momento de la expulsión a 24±1 ºC a lo largo de un ciclo de criadero. Los resultados abarcan un período de 2 años -diferenciados por el sombreado de los puntos de datos. A partir de Helm (1971) y datos anteriores no publicados.

5.3.4 Calidad de los huevos y de las larvas

La calidad de los huevos, en cuanto a su composición bioquímica desde el punto de vista cuantitativo y cualitativo,también tiene relación con el rendimiento posterior de las larvas. Los estudios sobre este tema se han centrado principalmente en el contenido de lípidos y, concretamente, en la importancia y el papel de los ácidos grasos muy insaturados (HUFA), bien donados por la hembra durante la ovogénesis o movilizados directamente en la dieta durante el período de maduración del huevo antes del desove.

Las condiciones a las que se expone a las hembras durante la ovogénesis y la maduración del huevo pueden tener un profundo efecto tanto sobre la fecundidad como sobre la calidad de los huevos que se expulsarán posteriormente. La composición de la dieta y la abundancia de alimento son aspectos de gran importancia tanto para el stock en su hábitat natural como en un medio de acondicionamiento de reproductores en criadero. La dieta recibida durante el acondicionamiento (Ilustración 77) puede alterar significativamente la composición de los HUFA de los huevos recién desovados, pero no hay indicios de que dichos cambios ejerzan un efecto fácilmente discernible sobre la viabilidad y vigor de las larvas procedentes de esos huevos. Tampoco hay indicios que sugieran que las larvas de stock salvaje de ostra europea sean más o menos viables que las de stocks acondicionados en criadero, aunque sus perfiles de HUFA puedan ser bien diferentes (Ilustración 78). Las diferencias pueden ser demasiado sutiles como para hacerse patentes en el contexto de cultivo en criadero donde se hace un gran esfuerzo para proporcionar a las larvas unas condiciones casi óptimas.

Ilustración 77: Contenido de ácidos grasos poliinsaturados de huevos de almeja japonesa, Tapes philippinarum, procedentes de reproductores que habían sido alimentados en el criadero con diferentes dietas durante el acondicionamiento. Las almejas del control se mantuvieron en agua de mar sin filtrar, mientras que las otras recibieron una ración al 3% bien de Dunaliella tertiolecta, Tetraselmis suecica o de Thalassiosira pseudonana en 2ìm de agua de mar filtrada. (Laing, Child y Helm -datos anteriores sin publicar).

Ilustración 78: Comparación de la composición en ácidos grasos poliinsaturados de stocks salvajes y acondicionados en criadero de larvas de ostra europea, Ostrea edulis. En los ácidos grasos se pueden distinguir componentes neutros (triacilgliceroles) y polares (estructurales). Modificado a partir de Helm et al. (1991).

El contenido total de lípidos de los huevos recién desovados, o de las larvas recién expulsadas, en el caso de la ostra europea es un aspecto importante. Los lípidos totales, como proporción del peso (orgánico) seco sin cenizas, de huevos de ostión japonés están correlacionados positivamente con el porcentaje de huevos que alcanza la fase de larva D (Ilustración 79). Incluso cuando se sigue un protocolo estándar de acondicionamiento de reproductores, el contenido de lípidos puede variar ampliamente según el momento del año y de un año a otro (Ilustración 80A). Esto se debe a la cantidad, diversidad y valor nutritivo del alimento presente en el agua de mar sin filtrar que se suministra a los tanques de acondicionamiento antes de añadir algas cultivadas (Ilustración 80B). También podría explicar porqué hay años más productivos que otros en el criadero y años en los que se sufren menos trastornos que en otros.

Ilustración 79: Relación entre el contenido total de lípidos como porcentaje del peso seco y el porcentaje de huevos de ostión japonés, Crassostrea gigas, que llegan a la fase de larva D. A partir de Utting y Helm (1985) y datos anteriores sin publicar.

Ilustración 80: Relación entre el contenido total de lípidos de huevos de ostión japonés recién desovados y, (A) meses del año en dos años diferentes y (B), contenido de clorofila á en el agua de mar sin filtrar suministrada a reproductores en un criadero con un protocolo de acondicionamiento estándar. A partir de Utting y Helm (1985) y de datos anteriores sin publicar.

En las ostras larvíparas, p. ej. Ostrea edulis, el incremento del peso de las larvas durante los 4 días posteriores a su expulsión por los adultos está significativamente correlacionado con el contenido de lípidos en el momento del desove, lo que sugiere la importancia de las reservas donadas por la madre durante la primera etapa de desarrollo larvario (Ilustración 81). De nuevo se observan indicios de estacionalidad y de diferencias entre años. Sin embargo, dichos efectos se hacen menos pronunciados conforme las larvas continúan creciendo cuando la dieta y ración suministrada día a día tienen una influencia primordial.

Ilustración 81: Relación entre el incremento del crecimiento de larvas de Ostrea edulis en un período de 4 días tras la liberación y contenido total de lípidos en el momento de la liberación de reproductores acondicionados del criadero. Cada punto de datos representa una cohorte específica de larvas a lo largo de un período de 2 años -cada año se diferencia por el sombreado de los puntos de datos. Las larvas se cultivaron a escala de vaso de precipitados en agua de mar artificial y se les suministró la misma dieta y ración para ofrecer condiciones normalizadas a lo largo de la secuencia de ensayos. A partir de Helm (1971) y datos anteriores sin publicar.

Ilustración 82: Comparación de los incrementos de (A) peso (orgánico) seco sin cenizas y (B) contenido lipídico por larva en relación con la longitud de concha media en larvas de cuatro especies de bivalvos. L - indica el tamaño medio en el momento de la liberación de larvas de Ostrea edulis; PV - inicio de la etapa pediveliger en Tapes philippinarum y F - inicio de la fijación en las tres ostras. Fuente: Helm -datos anteriores sin publicar.

En condiciones casi óptimas, la mayoría de las especies de bivalvos cultivados habitualmente exhiben una semejanza directa en lo que se refiere a la longitud de la concha y el peso seco sin cenizas de las larvas (Ilustración 82A). Hay que señalar la excepción de la ostra larvípara, Ostrea edulis, cuyas larvas muestran una creciente divergencia en etapas posteriores en comparación con las larvas de la especie Crassostrea ya que la acumulación de lípidos es tres veces superior conforme las larvas crecen y se acercan a la metamorfosis (Ilustración 82B). Los estudios sugieren que los lípidos son mucho más importantes como fuente de energía durante la metamorfosis en Ostrea edulis que en las ostras ovíparas.

5.3.5 Enfermedades

En la Sección 5.3.3. se ha hecho mención a la implicación de las bacterias del género Vibrio en las masivas mortandades de larvas que tienen lugar de vez en cuando hasta en los criaderos mejor gestionados. Puede ocurrir que no siempre sea la especie Vibrio la causa directa de las tasas anormales de mortalidad, ni que sean el único grupo de patógenos oportunistas o estrictos que pueden contaminar los cultivos y presentar problemas. Las especies de patógenos potenciales se encuentran dentro del entorno del criadero todo el año pero en la mayoría de los casos están controladas al constituir una pequeña parte de la flora bacteriana. En otros momentos del año, tal y como se indica en la Sección 5.3.3, pueden llegar a proliferar y dominar la flora microbiana, representando una seria amenaza para la producción.

Antes de atribuir las mortalidades masivas de larvas al brote de una enfermedad hay que investigar otras causas posibles y, por ejemplo, inspeccionar el estado de limpieza de tuberías y filtros. También hay que examinar exhaustivamente equipos como las bombas y los ventiladores de aire pues pueden estar corroídos o tener escapes de aceite. Puede ocurrir que los cultivos de algas se contaminen seriamente o que un operario cometa un error de juicio o de cálculo y haber sobrealimentado un cultivo, o haber olvidado conectar la toma de aire a un tanque o tanques, o no haber aclarado un tanque después del tratamiento con lejía. Sólo después de investigar y descartar todas las vías se puede considerar la posibilidad de que la causa sea una enfermedad.

A diferencia de las enfermedades de las larvas de los peces, las enfermedades en larvas de bivalvos se inician rápidamente y adquieren enseguida dimensiones catastróficas. Las larvas no suelen mostrar síntomas prolongados que desencadenen situaciones de mortalidad masiva. Pueden tener una apariencia perfectamente normal en cuanto a color y comportamiento la noche anterior, pero la mañana siguiente se pueden encontrar en el fondo del tanque, bien muertas o moribundas con las conchas prácticamente sin tejido y llenas de protozoos ciliados como los necrófagos oportunistas. Muchas veces puede darse un aviso previo cuando las larvas no comen tal y como se esperaría el día anterior a la mortalidad masiva. Esto resalta la importancia de mantener registros minuciosos.

Una vez han caído las larvas al fondo del tanque poco puede hacer el operario del criadero sino añadir al tanque un esterilizante potente como la lejía. Aunque pueda parecer que un pequeño porcentaje de larvas sigue activo y con aspecto de normalidad, las larvas morirán invariablemente antes de llegar a la metamorfosis si hay un patógeno implicado. El objetivo es intentar contener la enfermedad y eliminar la fuente de infección, lo que puede suponer cerrar el criadero para realizar una fumigación concienzuda, asegurándose de que se limpia y esteriliza todo el equipo. Sólo entonces se deja inactivo el criadero durante una o dos semanas antes de retomar las actividades de producción. El uso de antibióticos no es aconsejable en estos brotes ya que rara vez mejoran la situación y siempre existe el riesgo de que los patógenos se hagan resistentes.

Muchos criaderos concentran la producción durante períodos del año en los que es poco probable que se den mortalidades masivas. En regiones templadas el período más fiable es el invierno y el comienzo de la primavera, p. ej. antes de que comiencen las proliferaciones de fitoplancton. El período que va desde finales de junio hasta finales de septiembre suele ser adecuado para la producción interrumpida.

Al final de la Parte 5 se pueden consultar referencias adicionales sobre las enfermedades de las larvas de bivalvos.

5.4 FIJACIÓN Y METAMORFOSIS

5.4.1 Introducción

Durante la mayor parte de la fase larvaria las larvas nadan con libertad en la columna de agua (Ilustración 83A). Más concretamente, las larvas nadan hacia arriba, hacia la superficie, y luego recogen el órgano natatorio y de alimentación (el velo), cierran sus valvas y se hunden hasta el fondo para retomar la actividad natatoria. Conforme van creciendo y se acercan al final de la fase larvaria, la actividad de alimentación se ralentiza, consumen menos alimento, y las larvas pasan cada vez más tiempo en el fondo y en la parte inferior del tanque. Esto marca el comienzo de la metamorfosis, una etapa crítica de su desarrollo durante la que se pueden dar grandes mortalidades, y durante la que se producen considerables cambios anatómicos. El éxito de la transformación hacia la forma juvenil y de la supervivencia en esta etapa depende de una serie de factores, entre ellos, la disponibilidad de reservas energéticas acumuladas durante la fase larvaria.

Ilustración 83: Microfotografías de (A) larvas de Argopecten gibbus nadando y mostrando el órgano ciliado de alimentación y natación, el velo, y (B) larvas pediveliger con ojo de la misma especie. En tres larvas se puede observar cómo se extiende el pie entre las valvas y en la larva que se encuentra en la parte superior izquierda se puede ver claramente la pequeña mancha ocular negra, bajo la glándula digestiva (B).

Hay que recalcar pues la importancia de producir larvas sanas con abundantes reservas energéticas.

Se pueden distinguir dos etapas en la metamorfosis: la fijación, que es un fenómeno reversible (excepto en las ostras), y la metamorfosis, que es irreversible.

La fijación es la etapa inicial de la metamorfosis. Las larvas empiezan a alejarse de la columna de agua para acercarse al sustrato, sobre el que se desplazan empleando sus pies con la concha erguida en busca de una superficie adecuada para fijarse (Ilustración 83). Si la superficie no es la adecuada se alejarán o nadarán buscando una ubicación más idónea. Este proceso se puede repetir varias veces y la metamorfosis se puede retrasar durante un tiempo si no encuentran la superficie propicia.

La metamorfosis es la segunda etapa y es irreversible. Se desconocen los factores que la desencadenan, aunque el tipo de sustrato y los aspectos físicos, químicos y biológicos indudablemente son importantes. En esta época se producen en el animal cambios morfológicos y fisiológicos considerables conforme pasa de larva nadadora a semilla. La metamorfosis puede producirse de forma rápida, pero puede retrasarse si no se cumplen las condiciones idóneas. En el criadero a veces se puede retrasar si se reduce la temperatura del agua.

5.4.2 Preparación de las larvas para la metamorfosiss

En muchas especies, la aparición de un par de manchas oculares oscuras, una a cada lado entre la glándula digestiva y las valvas (Ilustración 83) es una indicación de que ha comenzado o va a comenzar la búsqueda de sustrato, como preparación para la fijación (a veces también denominado adhesión o agarre) y la metamorfosis. El papel que en realidad desempeña la mancha ocular es algo que se desconoce. La aparición de la mancha ocular está relacionada con el tamaño (véase más adelante) y coincide con el comportamiento de «encadenamiento» o «embudo» de las larvas en masse cuando se agregan a través de las secreciones mucosas al ser transferidas de los cedazos a los cubos para cambiar el agua (Ilustración 84). Estos son signos claros de que las larvas están listas para fijarse.

En este momento, o un día o dos más tarde, se pueden ver ya a las larvas extendiendo un nuevo pie entre las valvas (Ilustración 83B). Este pie tiene un extremo ciliado y numerosos receptores sensibles y se emplea para buscar sustratos cuando las larvas están buscando un nicho adecuado para fijarse y formar o bien un biso o bien una fijación de cemento con el sitio elegido. El pie les proporciona movilidad para arrastrarse por las superficies y en algunas especies también puede tener una función de alimentación («alimentación pedal»). También es el lugar donde se forma el biso o donde se encuentran las glándulas de cemento, según la especie. Las ostras forman fijaciones de cemento en la superficie, mientras que otros bivalvos se agarran utilizando los hilos del biso. En esta etapa a las larvas se las conoce como larvas pediveliger.

Existe cierta controversia sobre el hecho de que los bivalvos -y otras larvas de invertebrados- se fijen y sufran una metamorfosis siguiendo un patrón rígido o bien seleccionen un sustrato en particular, necesitando un estímulo específico para empezar el proceso. La opinión general en la actualidad es que los estímulos ambientales inciden en la fijación y la metamorfosis y que las larvas necesitan estímulos químicos específicos antes de iniciar el proceso de fijación y metamorfosis. Los estudios muestran que estos estímulos son productos químicos denominados neurotransmisores y que deben estar presentes para que se pueda iniciar la fijación y la metamorfosis.

Ilustración 84: Comportamiento natatorio de «encadenamiento» (o «embudo») de larvas maduras antes de la fijación. La masa negra son numerosas larvas agregadas justo debajo de la superficie de agua en un cubo.

5.4.3 Fijación de las larvas

5.4.3.1 Estímulos para la fijación

Las estrategias para facilitar y potenciar la fijación de las larvas pediveliger varían ampliamente entre criaderos y según la especie y los métodos empleados para criar los juveniles en su primera etapa. Los gerentes de los criaderos quieren que las larvas se fijen en un sustrato conveniente (material de fijación -véase la Sección 5.4.3.2) y que inicien la metamorfosis lo antes posible. Los estudios muestran que existen varios métodos, incluyendo los estímulos físicos y químicos, que ayudan a iniciar estos procesos. El método físico más común que se emplea es el choque térmico, enfriando las larvas maduras (a veces en un refrigerador) y poniéndolas luego en agua templada en los tanques de fijación. Los resultados son variables pero existen indicios de mejora del éxito de la metamorfosis al emplear este método.

Un método habitual para estimular e incrementar el éxito de la metamorfosis es el empleo de productos químicos. Se han probado varios, incluyendo el amoníaco y un grupo de productos químicos llamados neurotransmisores que incluye la L-DOPA (L-3-4-dihidroxifenilalanina), la epinefrina, norepinefrina y la yohimbina.

Los gerentes de muchos criaderos cuestionan el uso de productos químicos para estimular e incrementar el éxito de la metamorfosis y no se emplean de manera extensiva. Los gerentes creen que los altos índices de éxito de la metamorfosis en larvas de bivalvos producidas en criadero se pueden obtener en un sitio de telecaptación si las larvas son de buena calidad y cuentan con buenas reservas alimenticias y un manejo adecuado. También opinan que la adición de neurotransmisores podría proporcionar inicialmente mejores resultados de metamorfosis que en el caso de las larvas sin tratamiento, pero que no se observan apenas diferencias entre larvas tratadas y sin tratar en cuanto al número de juveniles que crecen hasta los 5 ó 10 mm. Los neurotransmisores permiten alcanzar la metamorfosis a algunas larvas que de otro modo no lo hubieran conseguido, pero no cuentan con las reservas suficientes para seguir creciendo hasta la etapa de juveniles.

5.4.3.2 Sustratos adecuados para la fijación

El material empleado sobre el que se fijan las larvas en el criadero o en instalaciones remotas se denomina material de fijación y puede ser de varios tipos. Tiene que cumplir dos criterios importantes, que sea una superficie adecuada para las larvas y que se pueda manejar con facilidad.

Los criaderos de ostras de la costa occidental de Norteamérica no siempre fijan las larvas pediveliger in situ, sino que entregan larvas con ojo a los productores para que éstos las fijen en sitios remotos adyacentes a las granjas ostrícolas (Ilustración 85). Esta metodología se explica en la Sección 6.2.

A continuación se incluye un sumario de los métodos más habituales empleados para fijar larvas maduras con ojo de los diferentes grupos de bivalvos.

Ilustración 85: Sistema de telecaptación de ostras ubicado en la Isla de Vancouver, Columbia Británica, Canadá. Las larvas con ojo de ostión japonés, Crassostrea gigas, procedentes de criaderos de la costa occidental se reciben y se colocan en tanques de hormigón equipados con bolsas de malla llenas de conchas limpias de ostiones japoneses maduros. Cuando las conchas tienen suficientes fijaciones -unos días después- se transfieren al semillero de engorde de la explotación.

(i) Ostras

Las superficies para la fijación se pueden encontrar, bien en los tanques donde se cultivan las larvas -directamente en los tanques de reproductores en el caso específico de las larvas de Tiostrea- o bien en tanques especiales de fijación. Esto se hace cuando el 50% o más de las larvas han alcanzado la etapa de ojo y también se aplica a las especies de Ostrea y Crassostrea. En los criaderos se suelen seleccionar las larvas más grandes de los lotes con una malla de 240 µm (que retiene larvas de entre 300 y 340 µm de longitud de concha) para la fijación, dejando las restantes para que sigan creciendo y desarrollándose. La densidad apropiada de larvas de ostra por unidad de volumen en la etapa de fijación suele oscilar entre 2 000 y 5 000 por l aunque el criterio más importante es el área de la superficie de fijación. Entre los materiales de uso más común para proporcionar amplias zonas de superficie de fijación se pueden incluir los siguientes:

a) Láminas de PVC ligeramente rugosas, que pueden apilarse verticalmente en la columna de agua, bien teniendo las láminas separadas por un espaciador, o bien disponiendo una única lámina sobre el fondo del tanque (a veces se emplean también láminas de PVC formando tejas semicilíndricas).

b) Capas de partículas y trozos de conchas que se preparan moliendo conchas limpias de ostras viejas y esparciéndolas por el fondo de los tanques o bandejas de fijación. El material particulado se clasifica de tal manera que sólo se emplean aquellos trozos que pasan por un cedazo de 500 µm y quedan atrapados en uno de 250.

c) Haces, bolsas, o cuerdas de conchas limpias de ostras viejas que se dispersan en la columna de agua, normalmente en tanques de fijación.

d) Varios materiales de cerámica o plástico recubiertos de cemento (mezcla de cal y argamasa). Por ejemplo, para fijar semilla de ostra en grandes tanques, a veces se emplean pilas de colectores cónicos (tipo sombrero chino) de plástico recubiertos de cemento. Una vez que han alcanzado una talla apropiada pueden retirarse doblando y flexionando el colector para romper la cubierta de cemento.

Las larvas suelen fijarse y adherirse más prolíficamente sobre la superficie sombreada de los materiales de sustrato en los tanques poco profundos. Una lámpara de filamento de tungsteno de baja intensidad (60W), montada por encima de los tanques más profundos, también hará que las larvas se fijen en el fondo en las zonas más sombreadas (Ilustración 86A y B). El atractivo de los colectores de gran superficie puede mejorarse pintándolos con un extracto acuoso de carne de ostra homogeneizada. Después se deja que se sequen al aire y se colocan en los tanques de fijación. La razón es que las larvas exhiben un comportamiento gregario y suelen fijarse allá donde se han fijado otras larvas antes. Los colectores de PVC mejoran con el tiempo en cuanto a su capacidad para atraer la fijación. Cuando han «envejecido» lo suficiente ya no es necesario aplicar la cubierta de extracto acuoso.

Ilustración 86: A y B - En este ejemplo se muestra la utilización de láminas de PVC con superficie mate como sustrato para la fijación de semilla de ostra y su colocación en el fondo de los tanques de cultivo larvario (A). Los tanques se iluminan desde arriba con lámparas de filamento de tungsteno para ayudar a una fijación rápida. Los colectores de semilla se verifican varias veces cada día (B) y cuando hay una densidad suficiente se retira suavemente la semilla recién fijada con ayuda de una hoja de afeitar. C y D - Personal de un criadero de ostras cubano colgando conchas de ostras de mangle sobre cuerdas de nailon (C). Estas cuerdas se colocan en tanques de fijación de hormigón con suficientes larvas con ojo para proporcionar la densidad de fijación (D). Detrás de los tanques de fijación en la fotografía D se pueden ver los tanques de cultivo larvario de gran volumen.

Los métodos anteriores, (a) y (b), se emplean para producir lo que se denomina semilla «sin material de fijación». La semilla de ostra sin material de fijación (semilla que ya no está adherida a un sustrato o a una partícula de concha) puede cultivarse como individuos separados hasta que alcancen una talla comercial para abastecer el comercio de bivalvos con concha. Por el contrario, las supervivientes de las que se fijaron en conchas completas crecerán juntas con el tiempo, sus conchas se fusionarán y formarán racimos, por lo que sólo serán apropiadas para la extracción de la carne una vez cosechadas.

Para proporcionar semilla sin material de fijación cuando se emplean láminas de colectores de PVC, la semilla recién fijada tiene que retirarse de las superficies con ayuda de una hoja de afeitar a las 24 horas de fijación. Esto se hace sumergiendo la lámina en una bandeja poco profunda de agua de mar y rascando suavemente con una hoja de afeitar montada sobre un soporte apropiado por toda la superficie mientras se pulveriza la hoja con un chorro de agua de mar. El número de semillas retiradas se puede estimar utilizando el mismo método que con las larvas (Sección 5.1.2.3). Luego se traspasan al sistema de cultivo temprano de juveniles dentro del propio criadero.

Como se comentó con anterioridad, se puede inducir la metamorfosis en las larvas de ostra con ojo sin que éstas se adhieran a un sustrato, empleando el neurotransmisor epinefrina. Esto requiere que se disuelvan 0,1832 g de epinefrina (adrenalina) en un 10% de ácido clorhídrico para luego diluirlo en 10 l de agua de mar filtrada, que es un volumen suficiente como para tratar 2 millones de larvas con ojo. Las larvas con el tamaño apropiado para la fijación se exponen a este tratamiento durante 60 ó 90 minutos y luego se devuelven a los tanques de cultivo. En el siguiente cambio de agua, las larvas que han pasado por la metamorfosis y han comenzado a crecer como semilla son separadas de aquellas que todavía son larvas, reteniéndolas con un tamiz de 270 µm. Sólo las larvas listas para la inminente fijación responderán a este tratamiento y completarán la metamorfosis sin fijación. Las larvas que no responden no se ven dañadas y pueden recibir otro tratamiento uno o dos días después, aunque este método de tratamiento se suele emplear con aporte de superficies de fijación.

Los índices de supervivencia en las ostras después de la fijación son normalmente elevados, llegando a alcanzar 2 mm de longitud de concha el 50 ó 70% de las que se fijan.

(ii) Vieiras

A diferencia de las larvas de ostra, las larvas pediveliger de vieira con ojo forman con el biso una fijación en las superficies sobre las que se fijan. En la naturaleza se fijan a las algas rojas filamentosas, a los hidrozoos, briozoos y a los tubos de poliquetos, entre otros sustratos idóneos tanto vivos como inertes. En el criadero hay redes de polietileno, mallas de nailon, y toda una variedad de materiales igualmente filamentosos que proporcionan buenos sustitutos. Las larvas pediveliger con ojo pueden fijarse en tanques larvarios o en tanques de fijación creados para ese propósito, tanto en condiciones de agua estática como de flujo continuo. En este último caso, es esencial una pantalla de malla en el desagüe para retener a las larvas dentro del tanque. Como las larvas, las pediveliger y los juveniles jóvenes de vieira son especialmente frágiles y delicados la tendencia es retirarlas de los tanques larvarios cuando tienen ojo y transferirlas a los tanques de fijación. Esto se hace a una longitud de concha considerablemente inferior a la de las larvas de ostra -de 220 a 240 µm comparado con los 300 a 340 µm. Las Ilustraciones 87 y 88 muestran ejemplos de tipos apropiados de tanques de fijación y materiales de colectores.

Las larvas pediveliger de vieira se pueden fijar a densidades de entre 1 000 y 2 000 por l en tanques con material de fijación equipados para agua estática, recirculación o flujo continuo. El ejemplo de la Ilustración 87 utiliza tanques circulares para peces, de fibra de vidrio de 450 l de volumen (A) equipados con desagües y tubos ascendentes en el fondo. Los haces de redes de malla plástica (B) se apilan sin apretar en los tanques (C) o se meten en «bolsas de cebolla» de fina malla que quedan suspendidas en la columna de agua (D). La semilla se fija principalmente sobre la malla negra (E). La estructura de tuberías de plástico por encima de la superficie del agua, visible de forma clara en D, forma parte de un sistema ascendente accionado por aire. Cada brazo vertical tiene una línea de aire en la base. Cuando se enciende el flujo de aire, el agua sube desde el fondo del tanque y a través de los agujeros perforados se vierte a las tuberías de recirculación por encima del agua y de vuelta al tanque. En funcionamiento, el nivel de agua en el tanque cubre por la mitad las tuberías de recirculación.

Los tanques de fijación se tratan como si fueran tanques de cultivo larvario durante los 6 u 8 primeros días una vez se han añadido las larvas pediveliger. El agua se cambia tres veces durante ese período drenando agua a través de un tamiz para retener al resto de las larvas nadadoras (obsérvese las válvulas de drenaje visibles en la Ilustración 87A). Al mismo tiempo, se añade agua de mar filtrada a velocidad tal que se equilibre con el caudal de salida para así mantener un nivel de agua constante, que evita que se exponga al aire el material de fijación y las larvas fijadas. Este intercambio de agua se continúa durante 30 ó 45 minutos. Antes de devolverlas al tanque se calcula el número de larvas retenidas en el tamiz, su supervivencia y el número de semillas que ha pasado por la metamorfosis pero que no se ha fijado. Los tanques se airean suavemente durante este período y se añade alimento de exactamente la misma forma que en el cultivo larvario.

Ilustración 87: Las larvas pediveliger de vieira pueden fijarse con densidades de hasta 2 000 por l en tanques llenos de material de fijación equipados con sistemas estáticos, de recirculación o continuos. El sistema ilustrado se encuentra en la Estación de Investigación Biológica de Bermudas, Inc. y se emplea tanto para Argopecten gibbus como para Pecten ziczac. Consúltese el texto para ver los pasos que se incluyen.

Después de esta primera semana, se enciende el sistema ascendente accionado por aire y se baja gradualmente la temperatura del agua del tanque hasta alcanzar la temperatura ambiente durante varios días. Los tanques se hacen funcionar entonces en sistema continuo mediante la activación de una entrada continua y suficiente de agua de mar a temperatura ambiente para intercambiar el volumen del tanque 3 ó 4 veces cada día. El sistema ascendente accionado por aire se mantiene y se añade alimento de forma continua. Tres semanas después de haber introducido las larvas pediveliger, la semilla fijada más grande mide 2 mm de altura de concha (Ilustración 87E).

En esencia, el proceso que se ha descrito más arriba es una adaptación al criadero del uso extendido de «bolsas de cebollas» rellenas de malla plástica para capturar semilla natural en el mar. Una opción diferente es colocar a las larvas pediveliger en bandejas o cilindros con base de malla de abertura apropiada (120 ó 150 µm de abertura). Las bandejas se colocan en tanques poco profundos a través de los que se recircula agua complementada con alimento o se deja fluir continuamente y se desecha (Ilustración 88).

Ilustración 88: Bandejas cilíndricas con fondo de malla de nailón empleadas para la fijación de larvas pediveliger de vieira en la Estación de Investigación Biológica de Bermudas. Las bandejas se sumergen parcialmente en tanques longitudinales de poca profundidad por los que se hace recircular el agua de mar o fluir al desagüe. Cada bandeja recibe un flujo descendente de agua de mar suplementada con alimento cultivado. B - La apariencia de semilla de Argopecten gibbus de 3 semanas creciendo adherida a la base de malla de la bandeja. Se ha colocado una cuadrícula marcada con cuadrados de 1 cm bajo la malla para indicar la densidad de fijación y permitir calcular los números que se han de determinar.

Las larvas pediveliger se almacenan en bandejas a una densidad no superior a los 100 por cm² del área de base. Por ejemplo, un cilindro de 25 cm de diámetro interno tiene un área de malla de fondo de aproximadamente 500 cm² y puede albergar hasta 50 000 larvas pediveliger. La disponibilidad de espacio para la fijación de larvas pediveliger y para el crecimiento de aquellas que se adhieren y sufren metamorfosis hasta juveniles es un factor crítico para determinar la densidad del stock. La semilla es móvil y responde ante una excesiva densidad desprendiendo su fijación del biso y nadando en busca de una zona menos concurrida para volverse a fijar. Se pueden dar daños en el tejido blando que llegan a provocar mortalidad si la semilla choca con sus vecinas y las valvas de sus conchas se enganchan.

En Europa se emplean varias adaptaciones del concepto de fijación de larvas pediveliger de vieira en bandejas de malla poco profundas para Pecten maximus.

Las tasas de supervivencia posteriores a la fijación en la vieira normalmente no son muy altas; se considera normal de 15 a 30% del número inicial de larvas pediveliger hasta 2 mm de altura de concha. La supervivencia tiende a ser mayor usando la fijación en el método de bandejas (Ilustración 88) pero la tasa de crecimiento es superior cuando se utilizan haces o bolsas de malla (Ilustración 87). Esto probablemente es porque la separación espacial de la semilla fijada se mejora bastante sobre la amplia superficie proporcionada a lo largo de todo el volumen del tanque en el último caso.

(iii) Almejas y mejillones

Las larvas de almeja comienzan a buscar sustrato a la misma longitud de concha que las larvas de vieira (entre 220 y 240 µm). También se fijan a superficies, y unas a otras, con los hilos del biso. Una forma conveniente de manejarlas en esta etapa es transfiriéndolas a un tanque de fijación, como en el ejemplo de la Ilustración 88, hasta que se complete la metamorfosis. Si no, pueden seguir en los tanques larvarios hasta que finalice la fijación. Como tienen un tamaño y comportamiento similares a las larvas pediveliger de vieira, se pueden fijar densidades similares por unidad de superficie de las bandejas. Aunque las almejas adultas se entierran en el sustrato en la naturaleza, no hay necesidad de proporcionar sustrato hasta que la semilla no sobrepasa los 7 mm de longitud de concha. La semilla fijada se puede retirar de las superficies con un chorro de agua.

Los mejillones también se fijan a través de los hilos del biso, pero con más fuerza que las vieiras y almejas y retienen su capacidad de formar tales fijaciones durante toda su vida. Debido a su inferior valor por unidad, comparado con las ostras, las vieiras y la mayoría de las almejas comerciales, el cultivo en criadero de mejillón está menos extendido. La semilla de mejillón se recoge normalmente en la naturaleza aunque en la costa oeste de EE.UU. y en Nueva Zelanda está empezando a surgir interés en la producción en criadero. En el criadero se pueden emplear paneles o rollos de los mismos materiales empleados para capturar semilla salvaje, incluyendo sogas, redes y paneles de malla plástica. El tipo de sistema con tanques más profundos que aparece en la Ilustración 87 es igualmente apropiado para la fijación de larvas de mejillón y de vieiras.

En la próxima Sección se tratará el crecimiento de la semilla una vez se ha fijado.

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