| MES | PLAN NACIONAL | PLAN OPERATIVO | PRODUCCION REAL | % CUMPLIMIENTO |
|---|---|---|---|---|
| EN MILLONES DE POSTLARVAS | DEL PLAN NACIONAL | |||
| ENERO | 4 | 8 | 6,5 | 162 % |
| FEBRERO | 8 | 13 | 14,062 | 176 |
| MARZO | 8 | 14 | 17,034 | 213 |
| ABRIL | 9 | 9 | 14,471 | 161 |
| MAYO | 12 | 12 | 27,587 | 229 |
| JUNIO | 12 | 13 | ||
| JULIO | 10 | 15 | ||
| AGOSTO | 6 | 13 | ||
| SETIEMBRE | 4 | 13 | ||
| OCTUBRE | 8 | 5 | ||
| NOVIEMBRE | 9 | 13 | ||
| DICIEMBRE | 10 | 9 | ||
| TOTAL | 100 | 137 | 79,654 | 194 % |
Hasta Mayo 1990, se ha cumplido ampliamente el plan nacional, probando así la gran capacidad de producción del Centro de Desove.
Sin embargo, por razones de costos de producción (artemia, energía, alimentos …) se debería limitar la producción a la capacidad de siembra de la precría estimada por el plan operativo (hasta ahora este plan ha sido cumplido a 140%).
Así que el excedente de producción de postlarvas se sembró a partir de fines de Abril en una laguna. El resultado de esta prueba de repoblación con 24 milliones de PL5 es aleatorio, tomando en cuenta la falta de aclimatación y las condiciones del medio (predatores, salida al mar, tamaño de las larvas).
Las crías larvales empezaron el 16 de Noviembre 1989 con nauplii producidos por hembras grávidas. La producción proveniente de la maduración se inició realmente en el mes de Marzo con cantidades consistentes de nauplii por día.
Los resultados de 7 meses de trabajo fueron reunidos en el cuadro No 1 (ver página 12). Los cálculos y las primeras conclusiones toman en cuenta todas las crías realizadas desde el inicio de la producción. Frente a la gran dispersión de la información (ver párrafo 1.2.), durante esta asesoría se efectuó la compilación de datos, la clasificación de las hojas de cría y los análisis que se detallan a continuación :
Diciembre : primer mes de producción de PL con supervivencia correcta. En tres ocasiones el Centro recibe nauplii del centro de Manzanillo, con los cuales se obtiene una supervivencia muy buena entre nauplii y protozoea 1 : 92 % (supervivencia inherente a la calidad de los nauplii).
Enero : cada vez que se iniciaron las crías con nauplii de mala calidad, las supervivencias totales fueron muy bajas. En los otros tanques que arrancaron con buenos nauplii la supervivencia total (N2 a PL5) alcanzó hasta 80%. Durante este mes se notaron temperaturas muy bajas (hasta 19°C) y variaciones de 3°C en 24 horas.
Febrero : se reunieron todas las condiciones para el buen desarrollo de las crías : buenos nauplii, bloom algal en fase de crecimiento, recambios de agua eficaces desde Mysis 1, ausencia de problemas bacterianos. Ello condujo a tasas de supervivencia más altas.
Marzo : numerosos tanques se botaron en Zoea 1 (nauplii mediocres, supervivencia Na - Z1 = 38%). Además de este problema, varias crías presentaron retrasos de unos días en los estadios Z3 - M1, con larvas sucias y débiles.
Se debe tomar nota que durante ésta época, la calidad del agua no era buena por falta de limpieza de las cisternas de almacenamiento : alto pH 8,5 a 9,2 - protozoarios y sedimentación observados en el agua de las cisternas.
Abril : se eliminaron 12 crías durante los estadios Z2, Z3 M1. Por otra parte, en algunos tanques se presentó una mortandand parcial en los estadios M2, M3.
La limpieza de las cisternas no se efectuó tampoco en este período por falta de cloro. La calidad del agua empeoraba cada día. Después de las dificultades observadas durante 2 meses, se tomó la decisión de sembrar los nauplii en la nueva nave 2.
Mayo : mes de mayor producción con una buena tasa de supervivencia. La utilización de la nave 2 ayudó mucho a realizar crías en mejores condiciones. Se reanudó el tratamiento del agua con la llegada del cloro. Los problemas biológicos encontrados en las crías -necrósis, hongos- se trataron a tiempo. Para evitar la propagación de las infecciones se decidió realizar una desinfección completa de cada nave cuando este vacía.
Junio : la producción de este mes se vió afectada por un problema técnico. Después de fuertes lluvias durante 72 horas en la zona de Tunas, la energía eléctrica fue cortada durante 17 horas y la planta no pudo arrancar. El impacto sobre larvas y maduración no fue muy importante, pero la totalidad del fitoplanctón se perdió por falta de aire.
Se necesitan 20 días para obtener una producción normal de algas, en consecuencia el suceso de las crías que se obtuvieron en ese lapso de tiempo con peletizado y bloom natural fue aleatorio. A este punto se puede añadir la observación de nauplii de muy mala calidad que dificultó aún más el desarrollo de tales crías.
RESULTADOS DE PRODUCCION DE PL HASTA MAYO DE 1990
Cuadro No 1
| MES | No crías sembradas Total | No crías eliminadas | PL prod./día | PL total× 103 | Na total× 103 | Supervivencias | Na/L | Artemia/M PL en gr | PL5 en No días | T°C promedio | ||
| Total PL5/Na | Z1/Na | PL5/Z1 | ||||||||||
| DIC. 89 | 8 | 0 | 148 387 | 4'600 | 7'728 | 59,5 % | 83,5 % | 71,3 % | 97 | 5462 | 15 | 26,5 |
| ENE. 90 | 10 | 0 | 209 000 | 6'500 | 11'621 | 56,0 | 67,7 | 82,6 | 116 | 3738 | 16 | 24,5 |
| FEB. 90 | 18 | 0 | 468 700 | 14'062 | 20'747 | 67,8 | 73,7 | 92,0 | 115 | 3600 | 15 | 25,5 |
| MAR. 90 | 29 | 8 | 549 480 | 17'034 | 44'379 | 38,4 | 68,7 | 55,8 | 153 | 2850 | 18 | 25 |
| ABR. 90 | 29 | 12 | 482 360 | 14'471 | 42'227 | 34,2 | 72,0 | 47,6 | 145 | 3093 | 15 | 26,7 |
| MAYO 90 | 28 | 2 | 889 900 | 27'587 | 42'754 | 64,5 | 79,3 | 81,3 | 153 | 2710 | 16 | 27,7 |
| TOTAL | 122 | 22 | 84'254 | 169'456 | ||||||||
| PROM. | 49,7 % | 73,4 % | 67,7 % | 130 | 3170 | 15.5 | 26°C | |||||
Para el cálculo de la producción mensual se han tomado en cuenta todos los tanques despachados o botados durante el mes En los resultados, se debe considerar las crías abortadas
Según los resultados obtenidos en el Cuadro No 1, se nota una mejora progresiva en el número de crías realizadas, producción total y supervivencia en las diferentes etapas. El funcionamiento del departamento larval se va calibrando.
La calidad de los nauplii producidos por la maduración se encuentra por debajo de la meta esperada además para una especie como P. schmitti (supervivencia promedio Na a Z1 = 73,4 %). La supervivencia debería ser de 90%.
En cría larval las supervivencias entre Z1 y PL5 deberían estabilizarse entre un promedio de 80 y 90 %, salvo aparición de serios problemas patológicos. Por el momento, la supervivencia entre las crías de una misma época varía demasiado de un tanque al otro.
El tiempo requerido de obtención de PL5 es de 15,5 días a la temperatura promedio de 26°C. En Marzo el retraso en el paso de las mudas de las larvas fue un signo de que había problemas.
La densidad actual de siembra de 160 nauplli/litro en el volumen inicial de 10 m3, conviene al buen desarrollo de las crías y corresponde a una densidad final de 65 PL5/litro en promedio/volumen de 18 m3 (cantidad conservadora y que es adecuada a un funcionamiento sin antibioterapia preventiva).
El consumo promedio de artemia es de 3 170 gramos de ciste por millón de PL5 producidas. Como se puede notar en el Cuadro 1 el consumo promedio baja con el aumento de densidad. Eso se explica parcialmente por el modo de distribución de artemia : se cálculo de la ración de artemia en función del volumen y no del número de larvas como sería conveniente.
Después de 4 meses de funcionamiento se manisfestaron los primeros problemas serios :
la calidad irregular de los nauplii representa una desventaja al inicio de la cría.
la suciedad del medio en la nave 1 se ha incrementado y coincide con 2 meses de alta siembra (Marzo y Abril). La presión bacteriana en el medio aumenta : las larvas son débiles, colonizadas por“epicomensales” (bacterias filamentosas, protozoarios…).
La ausencia de un tratamiento preventivo antibiótico favorece las infecciones bacterianas brutales y totales.
Durante esta época, se abandona la limpieza del sistema de almacenamiento, añadiendo un riesgo suplementario para el desarrollo de las crías.
Después de las numerosas pérdidas de tanques, el arranque de la nave 2 permitió iniciar las crías en mejores condiciones sanitarias. Eso señala el interés de los vacíos sanitarios recomendados a los laboratorios de producción industrial.
El control muy estricto de las condiciones de cría y la observación continua de las larvas permite lograr un buen desarrollo de las crías en cada etapa desde nauplii hasta PL5. Todos los aspectos sobre el manejo y la producción de enfermedades tienen una importancia capital para conservar una tasa de supervivencia alta y producir larvas de mejor calidad.
Cada nave de larvas posee 16 tanques en forma de U de 20 toneladas, los cuales están repartidos en salas por grupo de 4 tanques. Esta disposición en cubículos de cría permite disminuir los riesgos de intercontaminación entre los tanques en diferentes estadios. Sin embargo una comunicación existe entre todas estas salas adyacentes y el desagüe central atraviesa cada sala por el medio. Estos puntos deben tomarse en cuenta para las normas sanitarias y la organización del trabajo.
Además del responsable de departamento, el personal está compuesto de 6 técnicos y 4 ayudantes los cuales trabajan por turnos. Cada noche un técnico y un ayudante de guardia llevan a cabo un control de parámetros, alimentación, recambios de agua, etc.
Con la finalidad de aprovechar a lo máximo la disposición de las salas y respetar la existencia de las 2 naves independientes de cría, se debe atribuir desde ahora el personal a una nave.
Además en el trabajo de día un técnico debe encargarse de un máximo de 8 tanques, trabajando así con un lote de larvas de la misma edad.
Filtración del agua : Se realiza con cartuchos de 8 micrones. Sin embargo la llegada simultánea de la red de distribución de agua filtrada por arena hasta el tanque de larvas constituye un riesgo de contaminación por los organismos de mayor tamaño (Serpulidae observados regularmente) y por las bacterias.
Temperatura : Se necesita una caldera para mantener las temperaturas en las épocas frías, en Enero estas bajaron hasta 19°C. Por el contrario en Mayo y Junio se observaron en los tanques de cría temperaturas que llegaban a 31°C. Las ventanas de las salas de cría deben permanecer abiertas para evitar el efecto de invernadero en el cubículo. Por otra parte se insiste sobre la necesidad de colocar una tapa encima de las cisternas de almacenamiento del agua filtrada por cartuchos.
Salinidad : la salinidad se mantuvo a 40‰ hasta las fuertas lluvias de fines de Mayo, después de las cuales se registraron salinidades de 25‰ en las cisternas (34‰ en el punto de bombeo). Solamente la protección con un techo podría evitar este tipo de sorpresas.
Las variaciones importantes de estos dos parámetros, que se producian a veces en las 24 horas, deberían tomarse en cuenta en la siembra de nauplii y en los recambios de agua para evitar así un stress inútil en los animales.
Aeración del agua : Se realiza a través de una manguera perforada colocada en el fondo del tanque de cría. Por falta de conexiones adecuadas, se observa regularmente 30 a 40 % de las crías con mangueras sueltas, presentando zonas muertas en el volumen de agua. Una aeración continua y homogénea en el tanque es verdaderamente fundamental, permitiendo, así, una buena repartición de los animales y del alimento, así como la buena oxigenación del medio.
a) Siembra de los nauplii
La calidad de los nauplii es un problema constante en el centro de Tunas. Un control preciso del estado de los nauplii es necesario antes de la siembra y en caso de una tasa elevada de malformaciones el técnico de guardia de la noche no debe dudar en rechazarlos. Ello evitará la conservación de los tanques de cría con nauplii y Z1 muy débiles que no llegarán hasta Z2 y que pueden propagar problemas serios en el departamento (tipo hongos o bacterias).
b) Renovación de agua
Durante esta misión se modificó el horario de los recambios ; se empieza a las 7 de la mañana y se termina aproximadamente a las 9H30 (anteriormente se empezaba a las 4 H hasta las 6H30 de la mañana).
De esta manera, la finalización del recambio coincide con la entrega de artemia recién eclosionadas y evita las 4 horas de espera sin alimentos que se ha observado frecuentemente.
Además, durante el recambio un responsable se encuentra presente y puede tomar la decisión, después de observar las larvas, de adoptar la supresión o la prolongación del recambio en caso de que el agua o las larvas estén sucias o haya una abundacia de artemia grandes en el medio.
En caso de problemas, es decir : bloom de mala calidad, agua muy sucia, concentraciones demasiado altas de Chaetoceros, la fabricación de una malla de 200 y 300 micrones para el filtro de salida de los tanques permitiría un recambio en los estadios Zoea.
Se debe aumentar los recambios a partir de PL1, hasta 80 ó 100 % del medio (en lugar de los 50 % actualmente), incrementando el reflujo al nivel de 5 m3. Eso permite mejorar la calidad general del agua y evita la acumulación de numerosas artemia grandes.
Las mallas que quedan colocadas en los tanques necesitan un lavado diario con agua dulce para que la filtración se realice correctamente.
El flujo del agua que llega al tanque debe ser suficiente para llevar a cabo un recambio de 80–100 % en los estadios PL, caudal promedio 8 m3/hora, a la entrada de cada tanque de larvas para el reflujo.
c) Alimentación
Las larvas en todos los estadios deben encontrar de manera permanente una gran disponibilidad de alimentos en el medio, sobre todo en el caso de P. schmitti que presenta un alto consumo de alimento.
Algas : para evitar encontrar por la mañana en los tanques concentraciones nulas o muy bajas (o a 5000 células de Chaetoceros/ml), se tratará de aumentar el inóculo algal a la siembra de los nauplii y de ajustar las densidades a niveles más altos, o sea :
inóculo : 20 000 células Chaetoceros/ml
protozoea 1 : 40 000 células Chaetoceros/ml
protozoea 2 : 60 000 células Chaetoceros/ml
protozoea 3 : 60 a 80 000 células Chaetoceros/ml
En el caso particular de una caída total del bloom, varias medidas de urgencia se presentan necesarias : aumentar la aeración para limitar el efecto de las toxinas liberadas por las células de Chaetoceros en decomposición, poner 10 gr de EDTA/m3, recambiar una parte del volumen (hasta 50%) antes de sembrar algas nuevas.
Las concentraciones más adecuadas de Tetraselmis son de :
2000 a 3000 cel/ml de Z2 a M3
3000 a 5000 cel/ml de M3 a PL
Artemia : La calidad nutricional del artemia es óptima en las 2 horas que siguen la eclosión, después de las cuales las reservas de lípidos descienden. Por otra parte los cistes de artemia son conocidos como una fuente potencial de bacterias. Por estas razones es mejor distribuir el artemia a las larvas lo más pronto posible después de la eclosión y evitar almacenarla por varias horas a temperatura ambiente.
El nuevo ritmo de distribución de los nauplii de artemia es el siguiente :
- 10 a.m. y 3 P.M. artemia recién eclosionadas,
- 2 a.m. artemia almacenadas en la refrigeradora a
4°C para esta entrega nocturna.
El cálculo de las cantidades de artemia necesarias para cada estadio debe tomar en cuenta la cantidad de larvas en el tanque :
| Z3M1 | M1 | M2 | M3 | PL1 | PL2 | PL3 | PL4 | PL5 | |
| No de artemia/larva | 20 | 30 | 40 | 50 | 60 | 70 | 80 | 90 | 100 |
Además de este cálculo más preciso, es bueno seguir controlando la densidad de artemia por ml en el tanque de cría antes de cada distribución, evitando así los errores de alimentación.
Es necesario contar siempre con una reserva de artemia congeladas en caso que se produzcan problemas de eclosión o de abastecimiento de artemia.
Peletizado : la distribución regular de micropeletizado conviene como complemento de alimentación, sobre todo por la noche y la madrugada cuando las concentraciones de algas y de artemia son las más bajas.
Bloom natural : la alimentación de Z1 con micropeletizado (B.P. Nippaii) y el apoyo de un bloom natural debe ser excepcional, las crías pueden mantenerse en tales condiciones pero con los riesgos siguientes : los bloom naturales son muy inestables y se deterioran rápidamente, la alimentación basada solamente con el B.P. puede acarrear insuficiencias nutricionales de las larvas.
d) Tratamientos:
EDTA : en rutina 2 ppm de EDTA son suficientes.
Antifungicida : el treflán es la mejor prevención contra la aparición de hongos en cría larval.
A partir de una solución madre a 1/1000 preparada en una botella ambar, se utiliza de la forma siguiente :
| Na | 10 ml/m3 | |
| Z1 | 20 ml/m3 | |
| Z2 | 30 ml/m3 | distribución 2 veces/día |
| Z3 | 30 ml/m3 | (cada 12 horas) |
| Mysis-PL | 40 ml/m3 |
En el caso de aparición de hongos en las crías, y en ausencia de este producto se utiliza el verde de malaquita en una sola dosis : 6 ppb a 10 ppb según los estadios.
Antibióticos: En el Centro de Desove de Tunas no se sigue, hasta el presente, un protocolo de tratamiento preventivo de las crías larvales ; en caso de problema se utiliza solamente un tratamiento curativo con cloranfenicol. Los tratamiento preventivos con furazolidon son indispensables cuando la situación no se puede controlar con tratamientos aislados (en caso de un aumento de producción y utilización de las 2 naves).
Los únicos antibióticos eficientes en este caso son el cloranfenicol y la furazolidon. El centro debe contar con un stock de estos productos en el almacén.
Las dosis detalladas de estos 2 antibióticos según el estadio de las larvas y el tipo de tratamiento, preventivo o curativo son dadas en las recomendaciones de M. Weppe y en el informe de J. Doucet.
IMPORTANTE : El tratamiento con cloranfenicol se echará al tanque cuando éste se encuentre a un nivel bajo (cuando hay recambio) poniendo la dosis correspondiente al volumen total. De esta manera se logrará una mayor eficacia del producto.
e) Limpiezas:
Después de la cosecha de los tanques de PL, la limpieza se realiza lo más pronto posible, usando sosa para sacar los Serpulidae incrustados en las paredes ; se dejan los tanques con cloro durante varias horas. Este trabajo es completo a condición de no olvidar al mismo tiempo el material del tanque y el material de pesca (filtros, jarras, banderas, mangueras, tanques de pesca …). La sala debe quedar limpia el día mismo del despacho de larvas.
Diariamente el material y el piso deben lavarse con cloro. El material debe ser numerado y atribuido a un tanque para evitar una intercontaminación.
Por la mañana, el agua que permaneció en las redes desde el día anterior no es conveniente para los recambios ; entonces se debe purgar la línea de distribución de agua durante 5 minutos.
En realidad se debe vaciar las redes de agua durante la noche, lo que no se puede hacer en el centro, ya que las redes de la unida de larvas (8 micras) son comunes a las redes de eclosión y desove, necesitando estas últimas el agua por la noche.
f) Hojas técnicas de cría :
Una hoja de control de cría describe el desarrollo de cada tanque de larvas. Todos los parámetros, conteos, cantidades de alimentos, tratamientos deben ser reportados en la hoja. Además de estas informaciones, las observaciones realizadas sobre las larvas se apuntan, enfocando los problemas eventuales que pudieran aparecer.
Las observaciones diarias en el microscopio de las muestras de larvas de todos los tanques de cría son fundamentales pero demasiado irregulares en el centro : una muestra de 15 a 30 larvas por tanque debe observarse mañana y tarde, observando las larvas de la superficie y del fondo de la muestra. Después de la observación se toman decisiones sobre el manejo adecuado y/o los tratamientos necesarios. Es importante, además, que el responsable de cría larval efectúe, él mismo, estas observaciones de manera regular. Este trabajo proporciona un criterio general sobre la salud de las crías y permite prevenir los problemas sobre todo en ausencia de tratamientos antibióticos y antifungicidas preventivos.
Después de la cosecha las hojas de cría bien completadas se clasifican por mes de producción y constituyen un archivo muy importante para enfocar la aparición de problemas precisos o la existencia de problemas crónicos en las crías.
Necrósis internas ; observación de 20 % de Z3 con lesión total del estómago en 2 tanques donde el bloom de Chaetoceros había disminuído brutalmente a Z2. Un tratamiento curativo con cloranfenicol evita la generalización del problema.
En la misma época la calidad de las algas se mostraba irregular con cultivos conteniendo muchas células deformadas.
Hongos; varios tanques de Z1, Z2 fueron afectados por un ataque de Lagenidium, observado por primera vez en el centro de Tunas. Dos tanques con una proporcion elevada (40%) de larvas moribundas llenas de hifas de Lagenidium se desecharon.
A los otros tanques se suministró una dósis de verde de malaquita para impedir la fase de esporulación del fungus a partir de las pocas larvas infectadas (2%).
Los ataques del Lagenidium a menudo transmitido por los huevos del camarón, se evitan también con un manejo apropiado de los huevos y nauplii : limpieza y filtración adecuada de los nauplii.
Observación de larvas débiles y blancas; ocurre a menudo en etapas importantes, en el paso de mudas de Z3 a M1 o de M3 a PL1, cuando se trata a tiempo es seguida solamente de una mortandad parcial. La exactitud diaria en el manejo de las crías y un tratamiento antibiótico preventivo evitan la propagación de estos problemas.
Epicomensales; para disminuir la proliferación de protozoarios, bacterias filamentosas, vorticelas en las crías se debe cuidar el buen desarrollo del bloom algas y los recambios de agua a partir de M1. Tratamiento posible con formol a 25 ppm o baños de 25 a 75 ppm durante 6 horas.
La siembra de una sola nave a la vez y la desinfección completa de esta nave cuando se vacia, permiten por el momento el buen desarrollo de las larvas sin necesidad de tratamiento antibiótico preventivo. Eso se facilita aún más por la buena resistencia de P. schmitti a las enfermedades. Sin embargo, una observación vigilante de las larvas evita pérdidas gracias a los tratamientos curativos puestos a tiempo.
Con un mayor tiempo de funcionamiento y con el aumento de producción, la presión bacteriana en el medio se incrementará y se necesitará entonces de un tratamiento preventivo para evitar una mortandad brusca.
Antes del despacho de las postlarvas hacia la camaronera se puede determinar la calidad general a través de una prueba de resistencia a un choque osmótico.
Se preparan varios recipientes con salinidades a 25, 20, 15, 10 ‰ (con replica para cada salinidad).
Una muestra de 30 larvas del tanque que va salir pasa sin aclimatación a cada recipiente. Después de 2 horas se observa la supervivencia.
En los ensayos realizados en Mayo apareció una diferencia de resistencia entre las larvas criadas a 40‰ y las criadas a 35‰ (después de las lluvias). Las segundas resistieron mejor al stress osmótico :
de 35‰ hasta 15‰ : 95 % de supervivencia
de 40‰ hasta 20‰ : 25 % de supervivencia.
Actualmente las postlarvas son cosechadas en 2 tanques rectangulares de 500 litros ubicados en la última sala de cría larval (densidad de 3000 PL5/litro en promedio).
Se propone un sistema de despacho más independiente con la instalación de 3 tanques de 1 m3 cilindrocónicos a la salida de cada nave.
3 tanques permiten bajar la densidad de cosecha hasta 1000 PL5/l, y la forma cónica es la más adecuada para el conteo.
Almacenamiento de las PL al exterior y no en una sala que pueda tener tanques de naupii (como es a menudo el caso).
Sería necesario un techo encima de esos tanques para protegerlos del sol o de las lluvias.
Urge fabricar cosechadores de PL con baldes y mallas pegadas (falta pegamento para realizar ésto) o según el modelo de cascos FRANCE-AQUACULTURE entregado al centro el año pasado. Por el momento la mayoría de las postlarvas son cosechadas sobre una malla plana apoyada en el agua de una tanqueta donde se estropean inútilmente. Por falta del material adecuado se corre el riesgo de disminuir la calidad de los animales transferidos hasta la precría.
En general, por razones logísticas se realiza el proceso de aclimatación con salinidades bajas en los laboratorios mismos a pesar de que el agua de la precría sea la más adecuada para aclimatar las larvas. En cambio, el agua dulce es pobre, puede contener cloro o trazas de metales o hidrocarburos y es costosa.
Las recomendaciones para aclimatar un tanque en el centro son las siguientes :
Prever 24 horas para preparar la aclimatación inferior a 20‰.
Chequear la calidad del agua dulce.
Dejar el tanque de cría a un nivel bajo con agua del mar para terminar la aclimatación a la salinidad deseada con una densidad de 100 PL/1.
Las velocidades de modificación de salinidad son :
| 35 a 20‰ : | - 2‰/hora (máximo - 4‰hora) |
| 20 a 10‰ : | - 1‰/hora |
| 10 a 5‰ : | - 0.5‰ hora |
la aclimatación debe ser terminada 2 horas antes del inicio de la pesca para que las larvas puedan recuperarse del stress.
durante el proceso se observa el comportamiento de las larvas, en caso de stress notable se debe parar la aclimatación.
No deben efectuarse aclimataciones inferiores a 10‰ en el centro de desove;
Aunque no haya diferencia en los parámetros (S‰, pH, O2, T°C) del agua entre el centro de desove y la precría, una aclimatación rápida es necesaria a la llegada a la camaronera : las características del medio son muy diferentes (minerales, etc.).
La sala de artemia tiene 2 tanques de 150 litros para la hidratación y la desinfección de los cistes de artemia y 8 tanques de 1 m3 donde se ponen a eclosionar por un tiempo máximo de 26 horas.
El protocolo de trabajo es correcto, las modificaciones se refieren principalmente a la organización general.
| Salinidad : | óptima para la eclosión 30‰. |
| Biomasa : | máximo 1 gr de cistes/litro. |
| Filtración : | 8 micrones y agua pasada por U.V. Se debe aprovechar de esta agua limpia para enjuagar bien las artemia antes de entregarlas al departamento de larvas. |
| Luz : | hace falta una luz colocada debajo del tanque por cosechar, para acelerar la separación de los nauplii de artemia. |
| Siembra de tanques : | a las 11 a.m. y a las 2 p.m. |
Para confirmar la regularidad de calidad del artemia se debe controlar la tasa de eclosión cada mes.
El lote utilizado de marca Nippai se controló 2 veces durante esta misión :
tasa de eclosión : 85 %
número de cistes/gr : 270 000
Con esta marca se logra una buena separación entre los nauplii y huevos.
El sistema de almacenamiento del artemia fue cambiado durante la misión :
- Las artemia recién eclosionadas son distribuidas lo más pronto posible a los tanques de cría larval por la mañana y por la tarde. Estas se concentran, previamente en un tanque de la sala de artemia antes de la repartición.
Se eliminaron los tanques de almacenamiento instalados en la sala de entrada de la nave. Las artemia guardadas a veces durante 15 horas estaban en muy mal estado, con un valor nutricional deficiente, presentando así un riesgo de contaminación para las crías y para el ambiente en esta sala con mucho tránsito de personal.
Actualmente, el artemia previsto para la noche se conserva en la refrigeradora a una densidad elevada. El nauplio de artemia es muy resistante y se mantiene vivo varias horas a una temperatura de 5°C y una densidad de 5000 artemia/ml.
La sala de artemia es el sitio más cargado en bacterias, así que sólo el técnico de artemia debe llevar a cabo las manipulaciones y repartición del alimento. El personal de larvas no debe entrar en esta sala.
El cosechador de artemia es muy pequeño y no permite un enjuague eficaz del artemia, reemplazarlo por un casco de cosecha (ver párrafo 2.5.2.).
Al final del día el material y los tanques vacíos deben quedar limpios y hay que echar en el piso cloro a 200 ppm de manera que se enjuague el desagüe al mismo tiempo. Este desagüe se abre en el drenaje central de larvas que cruza todas las salas de cría larval.
